Herbarios, colecciones y biobancos

Antigüedad y Edad Media: los primeros pasos

La historia del coleccionismo de objetos biológicos se remonta a la más remota antigüedad. Ya en la Antigüedad, Teofrasto (aprox. 371–287 a. C.), discípulo de Aristóteles, creó el primer jardín botánico en el Liceo de Atenas. Este jardín servía no solo como lugar de cultivo de plantas, sino también como centro para su estudio; en esencia, fue la primera «colección viva» destinada a fines científicos (Singh, 2019).

En la Edad Media, los jardines de boticarios (hortus medicus) en monasterios y universidades cumplían una función similar: proporcionaban a médicos y boticarios material para preparar medicamentos y, al mismo tiempo, servían como lugar de estudio de las plantas medicinales. Sin embargo, el verdadero avance se produjo en la época del Renacimiento.

El nacimiento del herbario: Luca Ghini

Una figura clave en la historia del coleccionismo de plantas fue el botánico italiano Luca Ghini (1490–1556), profesor de las universidades de Bolonia y Pisa. Fue él quien comenzó por primera vez a recolectar plantas de manera sistemática, secarlas y montarlas sobre papel. Este invento —el herbario— produjo una revolución en la botánica (Pandey & Kasana, 2021; Sharma, 2009).

La palabra «herbario» procede del latín herbarium, que originalmente significaba «libro sobre plantas medicinales». El término en su acepción moderna fue utilizado por primera vez por el botánico francés Joseph Pitton de Tournefort (1656–1708) hacia 1700, y finalmente lo consolidó Carlos Linneo (Pandey & Kasana, 2021).

El primer herbario fue fundado en la Universidad de Padua (Italia) en 1545. Tras él surgieron herbarios en Pisa, Florencia, Leiden, París y Kew. Estas colecciones se convirtieron en centros de investigación botánica y sentaron las bases de la sistemática moderna (Sharma, 2009).

La era de las grandes expediciones: las colecciones como instrumento de conocimiento del mundo

Los siglos XVIII y XIX fueron la época de las grandes expediciones geográficas. Los naturalistas europeos viajaban a países lejanos para recolectar plantas y animales desconocidos. Los resultados de estas expediciones fueron miles de nuevas especies descritas sobre la base de ejemplares de colección.

Carlos Linneo (1707–1778), el «padre de la taxonomía», creó el sistema de nomenclatura binomial, que exigía la presencia de ejemplares tipo para cada especie. Su propia colección, conservada hoy en Londres (Linnean Society), se convirtió en el patrón para miles de especies (Judd et al., 2018).

Joseph Banks (1743–1820), participante en el primer viaje de James Cook, reunió una enorme colección de plantas de Australia y Oceanía, que constituyó la base de las colecciones de Kew (Royal Botanic Gardens, Kew). Alexander von Humboldt (1769–1859) trajo de América del Sur miles de ejemplares que enriquecieron los herbarios europeos (Knapp, 2015).

A finales del siglo XIX, los herbarios más grandes del mundo contaban con millones de ejemplares. El coleccionismo dejó de ser una afición para convertirse en una actividad profesional que requería habilidades y conocimientos especiales (Sharma, 2009).

Siglos XX–XXI: de los herbarios a los biobancos

En el siglo XX, el desarrollo de la genética, la biología molecular y la biotecnología condujo a la aparición de nuevos tipos de colecciones. Además de los herbarios tradicionales y los museos zoológicos, surgieron:

• colecciones de cultivos vivos de microorganismos (bacterias, hongos, algas);
• bancos de genes: depósitos de semillas, tejidos, ADN;
• biobancos: depósitos complejos de muestras biológicas y datos asociados (Lima, 2025; Campbell et al., 2018).

Un biobanco moderno es una institución de alta tecnología donde las muestras se conservan a temperaturas ultrabajas (hasta −196 °C en nitrógeno líquido), y los datos sobre ellas están disponibles a través de bases de datos electrónicas. Ejemplos de tales instituciones son la Bóveda Global de Semillas de Svalbard, el Banco de Semillas del Milenio de Kew y el Instituto Panruso de Recursos Genéticos Vegetales (VIR) en San Petersburgo (Ellis et al., 2020; FAO, 2007).

Así, la historia de las colecciones es un camino desde los simples jardines de boticarios hasta complejos infraestructurales que garantizan la conservación y el uso de la diversidad biológica.

¿Qué almacenan las colecciones?

Las colecciones biológicas pueden clasificarse por los tipos de objetos que almacenan:

1. Herbarios: plantas secas y montadas o sus partes.

2. Colecciones zoológicas: insectos (secos o en alcohol), vertebrados (pieles, esqueletos, cueros), invertebrados (conchas, preparaciones).

3. Colecciones micológicas: cultivos vivos de hongos, oomicetos, bacterias.

4. Biobancos: semillas, tejidos, ADN, sangre, suero, gametos y embriones crioconservados.

5. Colecciones paleontológicas: restos fósiles de organismos.

Cada tipo de colección tiene su propia especificidad de almacenamiento y uso, pero todas sirven a un mismo objetivo: la conservación de pruebas materiales de la existencia de organismos para la investigación científica (Judd et al., 2018; McGavin & Davranoglou, 2022).

¿Por qué son importantes las colecciones?

Las colecciones desempeñan varias funciones clave:

1. Documentación de la diversidad. Cada ejemplar es un punto en el mapa de la diversidad biológica. El conjunto de ejemplares permite evaluar qué especies se encuentran dónde, cómo cambian en el tiempo y el espacio.

2. Verificación de las decisiones taxonómicas. Cuando un sistemático describe una nueva especie, debe indicar un ejemplar tipo. Este ejemplar se convierte en el «patrón» con el que se pueden comparar otros hallazgos. Sin ejemplares tipo, la taxonomía perdería su base objetiva (Pandey & Kasana, 2021).

3. Fuente de datos para investigaciones moleculares. Los métodos modernos permiten extraer ADN de ejemplares de herbario antiguos y de ejemplares de museo. Esto abre la posibilidad de realizar análisis genéticos de especies que ya han desaparecido en la naturaleza o que son de difícil acceso (Soltis et al., 1998; Paton et al., 2025).

4. Base para investigaciones aplicadas. Las colecciones se utilizan para el diagnóstico de plagas, la búsqueda de parientes silvestres de plantas cultivadas, el desarrollo de métodos de control biológico y la investigación cuarentenaria (Ellis et al., 2020; Hauser & Riede, 2015).

5. Recurso educativo. Las colecciones sirven como material didáctico para estudiantes e investigadores, permitiéndoles estudiar la morfología, la anatomía y la distribución geográfica de los organismos.

Importancia científica

Las colecciones son la «materia prima» de la sistemática. Cualquier revisión de un género o una familia comienza con el estudio del material de colección. Sin acceso a los ejemplares, es imposible tanto describir una nueva especie como precisar los límites de taxones ya conocidos (Singh, 2019).

Además, las colecciones permiten realizar investigaciones retrospectivas. Por ejemplo, estudiando ejemplares de herbario recolectados hace cien años, se pueden evaluar cambios en el clima, la contaminación ambiental y la propagación de especies invasoras (Paton et al., 2025).

La sistemática molecular también se apoya en las colecciones. La extracción de ADN de ejemplares de herbario y de museo permite incluir en los análisis filogenéticos especies raras y extintas (Soltis et al., 1998).

Importancia práctica

En el ámbito agropecuario, las colecciones desempeñan un papel especial. Consideremos varios ejemplos:

Diagnóstico de plagas y enfermedades. Cuando un agricultor descubre un insecto u hongo desconocido en su campo, puede enviar la muestra a un centro de diagnóstico, donde los especialistas la compararán con ejemplares de referencia de una colección. Sin tales patrones, la identificación precisa es imposible (Hauser & Riede, 2015).

Fitomejoramiento. La búsqueda de parientes silvestres de plantas cultivadas es una fuente importantísima de genes de resistencia a enfermedades, plagas y sequía. Los bancos de genes, como el VIR o la Bóveda Global de Semillas de Svalbard, conservan miles de muestras de especies silvestres que pueden utilizarse en programas de mejoramiento (Ellis et al., 2020; FAO, 2007).

Cuarentena. Al importar productos vegetales, es necesario asegurarse de que no contengan objetos de cuarentena. Las colecciones sirven como patrones de comparación para la identificación de especies cuarentenarias (Mattoo, 2017).

Control biológico. Para desarrollar métodos biológicos de lucha contra las plagas, es necesario identificar a los enemigos naturales: depredadores, parasitoides, antagonistas. Las colecciones de insectos y microorganismos sirven como fuente de tales organismos (Lima, 2025).

Conservación de la biodiversidad. Las colecciones ex situ (fuera de los hábitats naturales) sirven como seguro contra la extinción. Si una especie desaparece en la naturaleza, puede restaurarse a partir de muestras conservadas (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Importancia educativa

Las colecciones son una herramienta de enseñanza insustituible. Los estudiantes que trabajan con ejemplares de herbario aprenden a:

• reconocer caracteres morfológicos;
• realizar análisis comparativos;
• trabajar con claves de identificación;
• comprender la distribución geográfica de los organismos.

Las colecciones virtuales, accesibles a través de Internet, permiten estudiar ejemplares de cualquier parte del mundo, lo que es especialmente importante para programas educativos en regiones remotas (Paton et al., 2025; Pandey & Kasana, 2021).

Reseña histórica

El arte de crear herbarios se remonta a Luca Ghini (1490–1556), profesor italiano de botánica, que fue el primero en recolectar plantas, secarlas y fijarlas al papel. Su discípulo Gherardo Cibo comenzó a recolectar y conservar ejemplares de plantas en 1532. John Falconer, inglés, que posiblemente aprendió este arte de Ghini, creó un herbario ya en 1553 (Sharma, 2009; Pandey & Kasana, 2021).

El primer herbario fue fundado en la Universidad de Padua (Italia) en 1545. Tras él surgieron herbarios en Pisa y Florencia (1545), y luego en Leiden, París y Kew. El gran herbario del Museo de Historia Natural de París fue fundado en 1653 (Sharma, 2009).

Antes de la época de Linneo (1707–1778), era práctica común montar los ejemplares y encuadernarlos en volúmenes; las plantas solían coserse con hilo. Linneo introdujo la práctica moderna de montar los ejemplares en hojas de papel separadas y almacenarlos horizontalmente. Esta sencilla innovación hizo que los herbarios se convirtieran en instituciones que conservan millones de ejemplares (Sharma, 2009; Singh, 2019).

Los herbarios más grandes del mundo

Fuente: Singh (2019), Pandey & Kasana (2021), Paton et al. (2025).

Reales Jardines Botánicos de Kew (Kew, K). Kew es uno de los jardines botánicos más grandes y conocidos del mundo. Su herbario fue fundado en 1759, cuando William Aiton se convirtió en su superintendent. Sir Joseph Banks trajo extensas colecciones de todo el mundo. En 1841, la gestión del jardín pasó de la Corona al Parlamento, y Sir William Hooker se convirtió en su primer director oficial. El herbario de Kew cuenta con más de 7 millones de ejemplares de plantas vasculares y hongos, incluidos más de 350 000 ejemplares tipo. La biblioteca de Kew contiene más de 300 000 volúmenes impresos, 5000 títulos de revistas y 20 000 mapas (Singh, 2019).

Museo de Historia Natural de París (P, PC). El herbario más grande del mundo, con unos 10 millones de ejemplares. Fundado en 1653. Los ejemplares se conservan en dos departamentos: el Laboratorio de Fanerógamas (P) y el Laboratorio de Criptógamas (PC) (Singh, 2019; Pandey & Kasana, 2021).

Jardín Botánico de Nueva York (NY). Fundado en 1891, cuando el Torrey Botanical Club aceptó su foundation como corporación registrada por el estado. El profesor N. L. Britton, el taxónomo más productivo de su tiempo, dirigió las investigaciones en este jardín. El herbario cuenta con unos 7,8 millones de ejemplares de todo el mundo, principalmente del Nuevo Mundo. La biblioteca contiene más de 550 000 volúmenes, 9600 libros publicados antes de 1860 y 4000 libros populares. El jardín desempeña un papel importante en la conservación de especies raras y en peligro de extinción (Singh, 2019).

Instituto Botánico Komarov de la Academia de Ciencias de Rusia (LE). El herbario más grande de Rusia, situado en San Petersburgo. Cuenta con más de 7 millones de ejemplares. El instituto tiene su origen en el Museo Botánico, fundado en 1823. El herbario incluye colecciones reunidas durante numerosas expediciones por Rusia y países vecinos (Singh, 2019; Pandey & Kasana, 2021).

Jardín Botánico de Misuri (MO). Fundado por el empresario inglés Henry Shaw y abierto al público en 1859. El herbario cuenta con unos 6,6 millones de ejemplares y se especializa en las colecciones de G. Boehmer, Joseph Banks, D. Solander (participante en el primer viaje del capitán Cook) y Charles Darwin. El jardín es uno de los principales centros de investigación del mundo, coordinando los proyectos «Flora de Norteamérica» y «Flora de China». La base de datos TROPICOS contiene más de 920 000 nombres científicos de plantas y más de 1 800 000 registros de ejemplares (Singh, 2019).

Los herbarios más grandes de Rusia

Fuente: Singh (2019), Pandey & Kasana (2021).

Recolección de plantas

La recolección de plantas es la primera y una de las etapas más importantes en la creación de un ejemplar de herbario. El colector debe registrar ciertos hechos mientras está en el campo. Estos datos incluyen (Judd et al., 2018):

1. Localización: país, estado/provincia y condado u otra unidad administrativa local; distancia a carreteras o ciudades; latitud y longitud.

2. Fecha de recolección.

3. Tipo de hábitat con indicación de especies asociadas.

4. Altitud sobre el nivel del mar, especialmente en regiones montañosas.

5. Cualquier información sobre la planta que no será visible en el ejemplar prensado y seco: color de las flores, aroma de las flores y/o hojas, porte, tamaño de la planta, presencia de savia coloreada o lechosa, características de la corteza, abundancia local, polinizadores.

El nombre del colector junto con los nombres de las personas acompañantes también debe incluirse en los datos de campo. Esta información puede registrarse en un cuaderno de campo, en una grabadora o en una computadora portátil, para su posterior transferencia a la etiqueta del ejemplar (Judd et al., 2018).

Las plantas recolectadas deben representar la variación observada en la población. Pueden ser necesarios varios ejemplares para documentar adecuadamente el patrón de variabilidad observado. Elija plantas bien desarrolladas y no enfermas. Si es posible, se debe recolectar toda la planta, incluidas las partes subterráneas; ¡nunca recolecte solo una flor o una hoja! No recolecte ejemplares sin flores y frutos: ese material será difícil de identificar (Judd et al., 2018; Singh, 2019).

Casos especiales. Las plantas suculentas o los frutos grandes y carnosos pueden cortarse longitudinal o transversalmente; la conservación de tales especies puede mejorarse si el material vegetal se mata primero sumergiéndolo en un conservante (por ejemplo, alcohol etílico) o agua muy caliente, o si se congela primero. Las plantas acuáticas flotantes o sumergidas pueden colocarse en una bandeja con agua y levantarse con cuidado sobre una hoja de papel antes de su procesamiento posterior. Para las especies dioicas o monoicas, deben recolectarse tanto las flores estaminadas como las pistiladas; las plantas estaminadas y pistiladas de especies dioicas generalmente deben recibir números de ejemplar separados (Judd et al., 2018).

A cada planta recolectada se le debe asignar un número de ejemplar, que permite almacenar la información sobre un ejemplar concreto por separado de la información sobre otros. La mayoría de los sistemáticos simplemente comienzan con el número 1 y numeran secuencialmente a lo largo de toda su carrera, aunque son posibles otros sistemas de numeración. Por ejemplo, se puede utilizar una nueva secuencia de numeración para cada año (por ejemplo, 15-1, 15-2,... para plantas recolectadas en 2015) o para cada región geográfica (por ejemplo, H-1, H-2,... para plantas recolectadas en Haití) (Judd et al., 2018).

Equipo necesario. La mayoría de los sistemáticos consideran que los siguientes artículos son esenciales o, al menos, muy útiles en el campo: cuaderno de campo, prensa de campo o bolsa de plástico resistente, prensa de secado, herramientas para cavar, tijeras de jardín, periódicos, lupa de 10×, navaja de bolsillo, lápices blandos y mapas. Otros artículos útiles incluyen frascos o viales para recolectar y conservantes líquidos, cámara fotográfica, secadora portátil para plantas, repelente de insectos, podadora de pértiga, altímetro, brújula, navegador GPS, cinta adhesiva (para marcar ejemplares con números y para sellar bolsas con ejemplares) y gránulos de gel de sílice (para secar material para investigaciones de ADN) (Judd et al., 2018).

Secado y prensado

Una vez recolectada la planta y registrados sus datos de campo, el ejemplar debe prensarse y secarse. Es importante prensar la planta antes de que se marchite. La prensa de herbario (prensa de secado) consta de dos paneles de madera de 12 × 18 pulgadas (30 × 45 cm); dos correas o cuerdas para apretar la prensa; secantes (almohadillas) que absorben la humedad de los ejemplares; y ventiladores corrugados (de cartón o aluminio) que permiten que el aire pase a través de la prensa. El ejemplar de planta se coloca en una hoja de periódico doblada y se dispone de manera que sean visibles las superficies superior e inferior de las hojas, las flores y los frutos. El número de ejemplar se escribe en el periódico o en una etiqueta fijada a la planta (Judd et al., 2018; Singh, 2019).

La prensa se arma de la siguiente manera: panel de prensa, ventilador corrugado, secante, periódico (con ejemplar de planta), secante, ventilador corrugado, secante, periódico (con ejemplar de planta), y así sucesivamente, terminando con el segundo panel de prensa. La prensa se aprieta con dos correas o cuerdas. Para algunas plantas rígidas puede ser mejor abrir la prensa al día siguiente y reacomodar los ejemplares, ya que se volverán algo más blandos (Judd et al., 2018).

Secado. En la prensa, las plantas pueden secarse de varias maneras. La prensa puede colocarse al sol o en un lugar seco bajo techo y cambiarse los secantes cada día, o atarse al portaequipajes de un automóvil en movimiento. Sin embargo, es preferible utilizar una fuente artificial de calor. Las secadoras de plantas son estructuras de caja o de sobremesa que suspenden la prensa sobre una fuente de calor, como una banda metálica calefactora, un calentador de aire forzado, una placa caliente con control variable, un horno de campo, una bombilla o un ventilador. Una temperatura demasiado alta (superior a 45 °C) puede decolorar los ejemplares e incluso provocar la ignición de la prensa y los ejemplares (Judd et al., 2018).

La mayoría de los ejemplares de plantas se secan en 1–4 días, y el material vegetal generalmente se vuelve rígido al secarse. Cuando los ejemplares estén secos, deben almacenarse en periódicos doblados y atarse cuidadosamente para protegerlos de roturas. Si la humedad del aire es alta, los ejemplares deben colocarse (después de enfriarse) en una bolsa de plástico hermética, a la que se pueden añadir gránulos de gel de sílice (Judd et al., 2018).

Conservación temporal. Si no se dispone inmediatamente de instalaciones de secado, el material vegetal puede conservarse temporalmente en alcohol (u otros conservantes líquidos). En este método, un manojo de ejemplares en periódicos doblados se comprime con la mano y se ata. El manojo atado se coloca en una bolsa de plástico resistente y se inyecta en su interior aproximadamente medio litro de alcohol al 60–70 %. La bolsa se sella luego con cinta adhesiva. Los vapores de alcohol dentro de la bolsa conservarán los ejemplares de plantas durante varias semanas, y podrán prensarse y secarse más tarde. Sin embargo, tenga en cuenta que los ejemplares tratados de esta manera generalmente no serán aptos para análisis químicos posteriores (incluido el ADN). La bolsa sellada con ejemplares de plantas frescos también puede almacenarse de forma segura en el refrigerador durante un par de días (Judd et al., 2018).

Montaje y procesamiento de ejemplares de herbario

Una vez que el ejemplar de planta ha sido recolectado, prensado, secado e identificado, se extrae del periódico doblado y se monta (con pegamento, tiras adhesivas de lino o hilo) sobre una hoja estándar de calidad archival. En los EE. UU., el tamaño estándar de la hoja de herbario es de 11,5 × 16,5 pulgadas; en la India, 42 × 28 cm; en Kew, 42 × 26 cm (Judd et al., 2018; Pandey & Kasana, 2021).

Las partes valiosas sueltas de la planta, como semillas, frutos o partes de flores, se colocan en un pequeño sobre doblado que se pega a la hoja. El número de ejemplar y la información del cuaderno de campo se transfieren a una etiqueta de ejemplar impresa o generada por computadora. La etiqueta se pega a la hoja, generalmente en la esquina inferior derecha. Una vez montado el ejemplar en la hoja, se coloca un sello del herbario que documenta su pertenencia, y a menudo se añade un número de inventario para un registro preciso (Judd et al., 2018).

Solo una recolección (es decir, un mismo ejemplar) debe montarse en una hoja de herbario. Cada recolección representa una unidad de información, y añadir una segunda recolección a la misma hoja puede causar confusión. Se ha observado que cuando se fijan dos ejemplares en una misma hoja de herbario, a menudo representan dos especies diferentes, pero fueron considerados por el colector como uno solo. Para prevenir tal confusión y errores en la identificación de especies, se prefiere un solo ejemplar por hoja de herbario (Pandey & Kasana, 2021).

Sobres (cápsulas de papel). Los sobres se pegan a la hoja de herbario para recolectar partes pequeñas del ejemplar de planta, como semillas, flores pequeñas y partes de flores diseccionadas. Deben pegarse correctamente para que las partes de la planta no se caigan durante la manipulación (Pandey & Kasana, 2021).

Etiquetado

La etiqueta de herbario se fija a cada hoja de herbario en la esquina inferior derecha. Por lo general, la etiqueta tiene 10–12 cm de ancho y 5–7 cm de largo. La información registrada en la etiqueta de herbario incluye las observaciones hechas durante la recolección del ejemplar de planta (Pandey & Kasana, 2021; Singh, 2019):

• Nombre científico de la planta: el nombre binomial correcto y aceptado de la planta, incluida la autoría de acuerdo con las reglas del ICNafp. El nombre debe estar en cursiva si está impreso, o subrayado si está escrito a mano.
• Nombre común o local: el nombre de la planta en un idioma regional (si se conoce).
• Familia: la familia a la que pertenece la planta, indicada para una mejor comprensión de su posición taxonómica.
• Localización: el lugar de donde se recolectó el ejemplar de planta concreto. También es deseable indicar el estado/provincia de donde se recolectó el ejemplar, para evitar confusión con otro lugar del mismo nombre.
• Altitud sobre el nivel del mar: es deseable añadir información sobre la altitud, ya que dará una idea de si la planta crece en la zona alpina, templada o tropical. Es importante indicar la altitud en las unidades correspondientes: metros (m) o pies (ft).
• Latitud y longitud: es importante dar información precisa sobre la latitud y longitud del ejemplar para garantizar la posibilidad de localizar el hábitat en el futuro.
• Fecha de recolección: a menudo ayuda a determinar el tiempo de floración y fructificación de la planta. Es deseable indicar el año completo para evitar confusión (por ejemplo, 10.08.17 puede referirse a 1917 o 2017; por lo tanto, es mejor escribir el año completo).
• Colector: el nombre de la persona o personas que recolectaron la planta.
• Número de ejemplar/número de colección: un número único asignado por el colector de su cuaderno de campo. Este número puede ayudar al hacer referencia a un ejemplar concreto de la colección de esa persona. Los ejemplares duplicados recolectados al mismo tiempo en un mismo lugar generalmente reciben el mismo número de colección y pueden utilizarse para intercambio con otros herbarios.
• Notas de campo: incluye información adicional sobre la planta que puede desaparecer después de que las plantas se sequen y no puede entenderse con una simple visualización de la hoja de herbario: color de las flores; altura, pubescencia, duración de la vida o porte de la planta; especies vegetales asociadas; hábitat; patrón de ramificación; tamaño de la población; tipo de vegetación, etc.

Etiqueta de anotación. Estas etiquetas se fijan a las hojas de herbario para actualizar la nomenclatura o corregir la identificación del taxón. Cualquier cambio significativo en la nomenclatura del taxón se indica en esta etiqueta de anotación, y no se escribe en la hoja de herbario ni se hacen correcciones en la etiqueta de herbario actual. La etiqueta de anotación incluye el nombre de la persona que realiza la determinación, junto con la fecha. Solo los expertos en una familia o género concreto deben ser autorizados a anotar una hoja de herbario (Pandey & Kasana, 2021; Singh, 2019).

Almacenamiento y protección contra plagas

La conservación a largo plazo de ejemplares secos de plantas en un herbario depende en primer lugar de la protección contra el ataque de insectos. Los ejemplares recolectados por Linneo, Wallich u otros todavía se conservan excelentemente en diversos herbarios de todo el mundo. Varias plagas pueden atacar los ejemplares secos, las más comunes de las cuales son los insectos y los hongos. Los roedores también pueden causar daños si las condiciones de almacenamiento son malas. Los insectos devoran los ejemplares, y plagas como los piojos de los libros atacan las partes más blandas de las plantas, como flores y frutos. Los escarabajos pueden perforar galerías incluso a través de las partes más duras de los ejemplares. Por lo tanto, es muy importante proteger las hojas de herbario de estas infestaciones (Pandey & Kasana, 2021).

Se aplican los siguientes métodos para proteger los ejemplares de plantas y aumentar su vida útil:

a. Congelación. La congelación de ejemplares es un método de conservación que es el menos peligroso para la salud humana y bastante sencillo. En este método, los ejemplares se congelan a −18 °C o menos y se mantienen a esa temperatura durante al menos 48 horas. Al congelar en congeladores domésticos, es necesario mantener los ejemplares durante 72 horas para garantizar que las hojas en el centro de manojos grandes se hayan enfriado a una temperatura suficientemente baja como para matar todas las plagas. Los manojos de ejemplares se sellan en bolsas de plástico para evitar la condensación de humedad en las hojas durante la descongelación o, alternativamente, debe circular aire seco alrededor de los manojos en un armario desecante durante el recalentamiento (Pandey & Kasana, 2021).

b. Tratamiento con microondas. Los ejemplares también pueden conservarse tratándolos en un horno de microondas, lo que mata los insectos presentes en la hoja de herbario. El tratamiento con microondas es un método rápido para conservar un pequeño número de ejemplares. No existen directrices específicas para este método, ya que lo mejor es utilizar el método de prueba y error para cada conjunto de circunstancias y diferentes tipos de hornos de microondas. Sin embargo, generalmente es suficiente de uno a dos minutos por ejemplar de planta seca (Pandey & Kasana, 2021).

c. Envenenamiento (toxicación). El método tradicional de control de insectos es envenenar los ejemplares con ciertas sustancias químicas que hacen que la planta no sea comestible o sea letal para las plagas. Esto puede hacerse sumergiendo el ejemplar en una solución alcohólica saturada de cloruro de mercurio. Sin embargo, esto no se recomienda debido a los peligros para la salud asociados con el uso de cloruro de mercurio; otros insecticidas en aerosol domésticos tienen una eficacia limitada. Por lo tanto, antes de utilizar este método deben considerarse cuidadosamente la salud y la seguridad. Estos productos no deben rociarse después de montar los ejemplares, ya que pueden causar manchas en la hoja de herbario. Además, los aerosoles pueden matar insectos de superficie, pero no serán muy eficaces para matar insectos que viven dentro del fruto o la inflorescencia. Es importante que los ejemplares envenenados estén debidamente etiquetados para advertir a los usuarios sobre el uso seguro de tales hojas de herbario y evitar conclusiones falsas de cualquier estudio químico realizado con ejemplares envenenados (Pandey & Kasana, 2021).

d. Repelentes de insectos. Se han utilizado o propuesto diversas sustancias químicas como repelentes de insectos. La naftalina (comúnmente llamada «bolas de naftalina») es quizás una de las sustancias químicas más utilizadas para la conservación en herbarios, ya que es bastante eficaz en el control de insectos y menos tóxica para los humanos. Sin embargo, es importante señalar que la naftalina es venenosa si se ingiere, el polvo de naftalina puede causar problemas oculares en personas con lentes de contacto, y la exposición crónica puede provocar cataratas. También hay informes de que los vapores de naftalina causan alergias y dolores de cabeza, así como posibles efectos cancerígenos a concentraciones muy altas. La naftalina en cantidades comerciales suele estar disponible en forma de escamas o virutas (Pandey & Kasana, 2021).

e. Fumigación. Este método implica el uso de líquidos tóxicos volátiles como bromuro de metilo, disulfuro de carbono, tetracloruro de carbono o para-diclorobenceno (PDB). Las tabletas CELPHOS se utilizan a menudo para la fumigación en herbarios (Pandey & Kasana, 2021).

Programa de Manejo Integrado de Plagas (IPMP). Para un uso más seguro de los herbarios, el IPMP hace hincapié en prevenir la entrada de insectos en el herbario, en lugar de utilizar productos químicos tóxicos para destruirlos una vez que ya están dentro. También fomenta el uso de (Singh, 2019):

• Congelación profunda no solo para tratar los ejemplares entrantes, sino también para destruir insectos en el herbario. Los manojos de ejemplares se colocan en una bolsa de plástico, se sella la bolsa y se coloca el manojo en un congelador durante varios días. La bolsa (sellada) se deja luego a temperatura ambiente durante 7–10 días para permitir que eclosionen los huevos, y luego se congela de nuevo durante 3–4 días.
• Tratamiento anóxico: uso de una bolsa impermeable al oxígeno que contiene los ejemplares y un absorbedor de oxígeno. La plaga muere al privarla de oxígeno.
• Pequeñas trampas adhesivas colocadas en lugares ocultos del herbario y de los armarios de herbario para capturar insectos. Tales trampas deben revisarse regularmente en busca de insectos capturados.
• Trampas de feromonas que utilizan olores naturales mediante los cuales los insectos se comunican entre sí. Ciertos insectos son atraídos a estas trampas desde el medio ambiente, y son muy eficaces. Hay trampas específicas disponibles para el escarabajo del pan, la polilla india de la harina, el escarabajo del cigarrillo y el escarabajo de almacén.
• Matainsectos eléctricos útiles para detectar y controlar insectos voladores. Emiten luz ultravioleta que atrae a los insectos voladores, especialmente moscas y polillas.

Taxonomía y florística

La función principal de un herbario es servir como depósito de ejemplares de plantas y datos asociados sobre los que se realizan diversas investigaciones botánicas. Los ejemplares de herbario pueden utilizarse para obtener datos morfológicos midiendo partes de plantas conservadas en diversos herbarios. Proporcionan información básica para realizar estudios florísticos, revisiones y monografías, proporcionan datos precisos de localización para planificar expediciones de campo y sirven como recurso fundamental para identificar taxones recién descubiertos (Pandey & Kasana, 2021).

El gran número de ejemplares tipo conservados como ejemplares de herbario ayuda a estabilizar la nomenclatura. Los herbarios ayudan a documentar datos fenológicos, proporcionan material para diversas investigaciones, incluido el análisis de ADN, proporcionan información sobre la ubicación pasada y futura de las plantas utilizando sistemas de información geográfica (SIG), ayudan en la evaluación del estatus de conservación de un taxón, dan información sobre taxones raros, en peligro o extintos. A partir de ellos se pueden crear ilustraciones detalladas de plantas, pueden servir como depósito de semillas viables para especies raras (banco de semillas) y representan un recurso invaluable para el estudio de la diversidad genética de las plantas (Pandey & Kasana, 2021).

Genética: extracción de ADN de ejemplares antiguos

Los métodos moleculares modernos permiten extraer ADN de ejemplares de herbario antiguos y de ejemplares de museo. Esto abre la posibilidad de realizar análisis genéticos de especies que ya han desaparecido en la naturaleza o que son de difícil acceso. Los estudios han demostrado una extracción exitosa de ADN de ejemplares de herbario con más de 100 años de antigüedad (Savolainen et al., 1995b, citado en Soltis et al., 1998).

Sin embargo, la extracción y el análisis de ADN de material preservado se ven obstaculizados por diversos factores, y las tasas de éxito no siempre son predecibles. El éxito no siempre se correlaciona con la edad, sino que puede depender del método de conservación y secado, así como de compuestos específicos de cada especie que afectan la preservación del ADN o inhiben la amplificación por PCR. Las posibles fuentes de inhibición de la PCR en ejemplares de herbario son discutidas por Savolainen et al. (1995b), quienes también demostraron que algunos tipos de fallos de amplificación pueden superarse mediante simples modificaciones de los métodos de extracción existentes (Soltis et al., 1998).

No obstante, el uso de ejemplares de herbario como fuente de ADN para estudios sistemáticos no debería convertirse todavía en una práctica rutinaria; se recomienda una selección curada de ejemplares para estudios moleculares. El potencial de los ejemplares de herbario para proporcionar información molecular hace que los repositorios genéticos de herbario sean valiosos y demuestra además el valor de las colecciones preservadas para la diversidad de disciplinas científicas (Soltis et al., 1998).

Paleobotánica

Los ejemplares de herbario pueden utilizarse para investigaciones paleobotánicas. La comparación de plantas modernas y fósiles permite reconstruir la evolución de la flora, los cambios climáticos y la dinámica de la cubierta vegetal. Los ejemplares de herbario sirven como patrones para la identificación de restos fósiles (Judd et al., 2018).

Además, los herbarios conservan un registro de cualquier cambio en la vegetación a lo largo del tiempo. Si las plantas de alguna zona se extinguen, los ejemplares de herbario preservados pueden representar el único registro de la distribución original de la planta. Los científicos que trabajan en cambios ecológicos o impactos ambientales pueden utilizar tales datos para rastrear el cambio climático y su impacto en el ser humano (Pandey & Kasana, 2021).

Uso de los herbarios para la autenticidad de los datos secuenciados

Los datos moleculares han revolucionado la sistemática y la investigación filogenética. La mayoría de las revistas que publican filogenias moleculares exigen la presentación de ejemplares voucher de plantas en un herbario bien reconocido, del mismo modo que las secuencias de ADN se presentan en repositorios accesibles como GenBank. Los vouchers representan un vínculo esencial entre los datos y los taxones y proporcionan un medio para verificar la identidad taxonómica de las muestras secuenciadas. Los vouchers pueden ser muestras crioconservadas, ejemplares secos en hojas de herbario, muestras de tejido, colecciones vivas de cepas microbianas y cortes teñidos para microscopía (Pandey & Kasana, 2021).

Escaneo y bases de datos

Durante la última década se ha producido la digitalización de las colecciones botánicas por parte de instituciones (De Smedt et al., 2024; Le Bras et al., 2017, citado en Paton et al., 2025), así como por países donde las instituciones trabajan juntas para estudiar la eficacia a escala a través de iniciativas como DiSSCo, Reflora, Canadensys e iDigBio (Pinheiro et al., 2024; Sinou et al., 2019; Smith et al., 2022; Thiers, 2024, citado en Paton et al., 2025).

La disponibilidad de ejemplares de herbario digitalizados está aumentando gracias a estos esfuerzos. Thiers (2025, citado en Paton et al., 2025) sugirió, basándose en los registros de Index Herbariorum, que el número estimado de ejemplares de herbario en los herbarios listados es de 402 267 414. Sin embargo, los datos actuales de GBIF representan solo algo más de 130 millones de ejemplares preservados de plantas y hongos. Esto sugiere que solo el 33 % del material de herbario está representado en GBIF (30 % de plantas y 3 % de ejemplares preservados de hongos). Dado que los herbarios más pequeños pueden no estar registrados en Index Herbariorum, la proporción real podría ser aún menor. El porcentaje de registros con imágenes presentes en GBIF también es mucho menor para la mayoría de los grupos, y las plantas vasculares tienen la mayor proporción de registros con imágenes (Paton et al., 2025).

Herbarios virtuales

Un herbario virtual, también conocido como herbario digital en línea, es un repositorio que contiene imágenes digitales e información sobre ejemplares preservados de plantas. Hace que los datos sobre ejemplares de plantas sean fácilmente accesibles en formato electrónico. En otras palabras, es un herbario en forma digitalizada. Los herbarios virtuales se crean para mejorar la accesibilidad de los ejemplares para taxónomos, investigadores y especialistas en plantas de todo el mundo a través de Internet (Pandey & Kasana, 2021).

En un herbario virtual, las hojas de herbario se escanean utilizando escáneres especialmente diseñados. Una escala de color junto con una regla también se incluyen en la imagen virtual del ejemplar. En la base de datos digital, los detalles indicados en la etiqueta de herbario (nombre botánico, familia, colector, número de colección, lugar de recolección, etc.), así como la etiqueta de anotación, también se dan en inglés para garantizar la claridad de comprensión de los comentarios (Pandey & Kasana, 2021).

El componente principal de un herbario virtual es la presencia de filtros que ayudan a buscar imágenes (ejemplares) sobre la base de criterios deseados, como ejemplares de un colector concreto, de un género concreto o de una familia concreta. Esto acelerará significativamente el diagnóstico de especies y hará que los ejemplares de todo el mundo sean fácilmente accesibles (Pandey & Kasana, 2021).

Este método de obtener imágenes digitales de ejemplares de herbario y registros electrónicos de la información de la etiqueta nunca podrá reemplazar al herbario físico. Sin embargo, es la única manera en que la enorme cantidad de datos sobre plantas locales y naturalizadas de todo el mundo puede estar fácilmente disponible y ser económica. Además, también proporciona una copia de seguridad digital para los ejemplares de plantas y protege la información durante un período mucho más largo. El riesgo de daño a los ejemplares durante la manipulación también se reduce significativamente gracias al herbario virtual (Pandey & Kasana, 2021).

Algunos de los herbarios virtuales más importantes del mundo (Pandey & Kasana, 2021):

• Royal Botanic Garden, Kew (http://apps.kew.org/herbcat/navigator.do)
• Australia's Virtual Herbarium (http://avh.chah.org.au)
• The Linnaean Herbarium (http://www.linnaen.org/specimencollections/Linnaean+Herbarium)
• New Zealand Virtual Herbarium (http://www.virtualherbarium.org.nz/home)
• Missouri Botanical Garden (http://www.tropicos.org/)
• New York Botanical Garden (http://sciweb.nybg.org/science2/VirtualHerbarium.asp)
• Global Plants on JSTOR (https://plants.jstor.org/collection/TYPSPE)
• U.S. Virtual Herbarium Online (http://uaes.usu.edu/htm/aes-news/usvirtual-herbariumonline/)

La vida después de la digitalización: colecciones físicas y digitales

La digitalización de los herbarios aumenta la accesibilidad y la interconexión de la información necesaria para abordar problemas globales, desde la pérdida de biodiversidad hasta el cambio climático y la seguridad alimentaria. Un ejemplar extendido —un ejemplar vinculado a una red de datos relevantes, incluidos metadatos de recolección, imágenes, escaneos, registros e información de secuencias de ADN— aumenta significativamente el valor de los datos de ejemplares para la investigación interdisciplinaria y aplicada (Bakker et al., 2020; Canteiro et al., 2019; Davis, 2023; Lendemer et al., 2020, citado en Paton et al., 2025).

Sin embargo, todavía se requerirá acceso a ejemplares físicos para estudiar caracteres que aún no están disponibles digitalmente, como caracteres moleculares que no se han analizado previamente, caracteres anatómicos y morfológicos, o partes de flores cuyo estudio requiere disección. La investigación y las actividades curatoriales que interactúan tanto con ejemplares físicos como digitales pueden apoyar un enfoque integrado para gestionar ambos tipos de colecciones de manera eficaz y accesible (Paton et al., 2025).

Los ejemplares digitales representan grandes oportunidades para la investigación y la gestión de colecciones. Los metadatos de los ejemplares pueden capturarse digitalmente durante la recolección, vincularse a otros datos de campo y ponerse a disposición de otros investigadores y vincularse a otra información relevante rápidamente. Los nombres de las especies pueden actualizarse automáticamente cuando cambia la nomenclatura con un costo mínimo, y los nuevos flujos de trabajo pueden permitir el análisis incluso antes del montaje y la inclusión en la colección (Paton et al., 2025).

Las instituciones y sus financiadores deben apoyar el Global Biodiversity Information Facility, incluida la carga de datos directamente o a través de nodos nacionales, para facilitar el acceso a datos y ejemplares (Johnson et al., 2023; Paton et al., 2020, citado en Paton et al., 2025).

Métodos de recolección

Los métodos de recolección de insectos pueden dividirse en dos categorías: relativos y absolutos (McGavin & Davranoglou, 2022). Los métodos relativos proporcionan solo datos de presencia/ausencia e indican cuán abundante es una especie en relación con otra, pero no permiten medir el tamaño de las poblaciones. Ejemplos de métodos relativos son las trampas de caída, las trampas de intercepción de vuelo y las trampas de luz. En estos casos, se desconoce qué área o unidad de hábitat fue muestreada. Cuando se utilizan métodos absolutos, la densidad de las especies recolectadas puede calcularse fácilmente (número por m²: una medida estándar). Los métodos de derribo con insecticida, el muestreo por succión, la búsqueda manual (en un área conocida) y la extracción de una cantidad conocida de hojarasca son todos ejemplos de métodos absolutos (McGavin & Davranoglou, 2022).

Red para mariposas y red aérea. Las redes aéreas o de mano son redes ligeras diseñadas para capturar insectos voladores. Deben ser ligeras y resistentes, con la abertura más grande posible, en la medida en que sea práctico. Se requieren reacciones rápidas y movimientos «de ballet» para capturar insectos muy rápidos o muy maniobrables, como las libélulas, pero los pases suaves sobre las copas de la vegetación recolectarán una gran cantidad de moscas y avispas pequeñas. Las redes aéreas finas nunca deben usarse para recolectar insectos de vegetación densa o espinosa (McGavin & Davranoglou, 2022).

Red entomológica de barrido. Las redes entomológicas de barrido están hechas de material duradero y de tejido denso y están destinadas a «barrer» la vegetación. La bolsa debe ser lo suficientemente profunda como para atrapar la captura reuniendo el material con una mano por debajo del aro. Aparte del muestreo por succión, esta es la única manera de recolectar rápidamente insectos de vegetación baja y hierbas. Una red entomológica de barrido es significativamente más ligera y fácil de usar que cualquier muestreador de succión motorizado, pero, por supuesto, tiene desventajas. El barrido con red es un método relativo y (en el mejor de los casos) solo semicuantitativo. El barrido no capturará minadores de hojas ni barrenadores de tallos, ni insectos que viven cerca de la superficie del suelo. También puede pasar por alto especies más grandes y rápidas que, advertidas por su enérgico avance a través de su hábitat, escaparán antes de que usted las alcance. La red de barrido también puede usarse para la recolección aproximada de insectos de árboles y arbustos. Este método no puede utilizarse si el follaje está mojado, ya que esto convertirá la mayor parte de la captura en una papilla húmeda (McGavin & Davranoglou, 2022).

Para que los resultados sean comparables entre diferentes sitios, el esfuerzo de recolección debe estandarizarse. Debe utilizarse la misma red (el diámetro de la abertura es un factor importante) y debe realizarse un número fijo de pases por muestra (25, 50 o 100 pases: valores típicos). La forma en que se barre es importante, y las personas varían mucho en la técnica, por lo que es mejor que todas las recolecciones las realicen las mismas personas. Otro punto que vale la pena recordar: siempre barra contra el viento. Es difícil describir la técnica correcta, pero tenga en cuenta que el objetivo es barrer lo más uniformemente posible sobre un área o volumen determinado de vegetación. Inclínese y sostenga el mango de la red firmemente con ambas manos, luego balancee la abertura de la red hacia un lado tan lejos como pueda alcanzar cómodamente. Un punto esencial: la red debe permanecer lo más cerca posible del suelo todo el tiempo, y al final de cada pasada la red se gira rápidamente para comenzar la siguiente pasada o balanceo en la otra dirección. El movimiento de la red debe ser casi horizontal, no parabólico. Repita la acción el número de veces requerido, avanzando a través de la vegetación, y al final del último pase gire la abertura de la red o agarre la red por encima de la captura para que no se pierda nada. Cuanto mayor sea el número de pases, más difícil será separar la captura de los restos vegetales que inevitablemente recolectará (McGavin & Davranoglou, 2022).

Método de sacudimiento (bandeja de golpeo). Hay disponibles diversos diseños de bandejas de golpeo, o puede hacer la suya propia. La bandeja se sostiene debajo del follaje que se va a recolectar, y la rama se sacude o se golpea con un palo con golpes secos y vibrantes. No «barra» la vegetación, ya que dañará las plantas y obtendrá una gran pila de hojas y restos en la bandeja, que tardará más en clasificar. Algunos insectos se agarran muy bien, y ciertamente no capturará a los habitantes internos como los minadores de hojas y los barrenadores de tallos. Si intenta específicamente capturar especies muy activas, puede ser preferible una bandeja de golpeo modificada en forma de embudo con una botella colectora. Es mejor mantener separados a las arañas y los insectos, ya que la seda de araña convierte rápidamente un vial lleno de insectos en una bola enredada (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas de luz. El hecho de que algunos insectos se sienten atraídos por la luz debe haberse notado poco después de que la humanidad descubriera el fuego. Los entomólogos de los siglos XVIII y XIX utilizaban diversas formas de lámparas de huracán y linternas de tormenta, pero en las últimas décadas el uso de fuentes de luz que producen grandes cantidades de radiación ultravioleta ha revolucionado la recolección con luz. Se han desarrollado muchos diseños de trampas de luz en los últimos 50 años, y todos ellos explotan el fenómeno de que muchos insectos (pero no todos) vuelan hacia la luz brillante por la noche. Las polillas, en particular, se sienten atraídas de esta manera, pero debe recordarse que principalmente responden los machos; las hembras prefieren posarse en un refugio entre la vegetación. La razón por la que las polillas se sienten atraídas por la luz es que en la naturaleza utilizan la luna para navegar (orientación transversal). Si mantienen constante el ángulo que forman los rayos de luz con los omatidios, deben volar más o menos en línea recta. Al encontrarse con una luz más brillante que está mucho más cerca, el mismo comportamiento las hace volar en una trayectoria espiral decreciente hacia la fuente de luz (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas de intercepción de vuelo (FIT). Cualquier trampa estática que capture insectos en vuelo puede llamarse razonablemente trampa de intercepción de vuelo. El término se usa más específicamente para describir un tipo bastante simple de trampa. Un trozo de material (generalmente tergal negro) se tensa entre postes o árboles, y se colocan contenedores de plástico en el suelo a lo largo de su longitud. Los contenedores se llenan parcialmente con agua, conservante y una pequeña cantidad de detergente para romper la tensión superficial. Los insectos que vuelan hacia la FIT se arrastrarán hacia arriba y escaparán por la parte superior, caerán o simplemente volarán de nuevo. Aunque es una técnica maravillosamente eficaz para capturar insectos voladores, un problema con las FIT es que no se puede estar seguro de si actúan de forma puramente pasiva o si algunos insectos se sienten atraídos por ellas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas Malaise. Las trampas Malaise son esencialmente tiendas de campaña con lados abiertos hechas de material que tienen un punto alto en el techo donde los insectos tienden a reunirse y son dirigidos a un contenedor. Para aumentar la eficacia de una trampa Malaise, se pueden colocar contenedores llenos de agua en el suelo bajo la partición central. Así, los insectos que no se arrastran hacia arriba en respuesta a la interrupción del vuelo también serán capturados. No hay duda de que son eficaces para capturar insectos voladores y, atadas a un armazón ligero, incluso pueden elevarse a las copas de los bosques. A menudo se dice que las trampas tipo Malaise no son atrayentes, pero cualquiera que las haya usado sabe que no es así. El color del material utilizado para fabricarlas tiene un efecto significativo en la composición de la captura (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas de caída. Las trampas de caída son una forma muy simple y barata de capturar artrópodos activos que viven en el suelo de todo tipo. Se cava un hoyo con una pala de jardín y se hunde un contenedor de plástico de algún tipo en el suelo de modo que su borde quede al nivel o ligeramente por debajo del suelo circundante. Es completamente inútil si hay incluso la más mínima protuberancia por encima del suelo, ya que los animales pequeños simplemente lo rodearán. Los trozos de restos y follaje que se encuentran sobre la parte superior de la trampa actuarán como pequeños puentes, permitiendo que los insectos se arrastren sobre ellos. Después de la instalación correcta, las trampas de caída se dejan, y los animales caen en ellas, y las paredes empinadas y resbaladizas deben garantizar que la mayoría de ellos no escape (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas acuáticas (cuencos amarillos). Se puede hacer una trampa muy simple con casi cualquier tipo de bandeja o contenedor poco profundo. El cuenco se llena parcialmente con agua y conservante, a los que se añaden unas gotas de detergente para reducir la tensión superficial. Se ha comprobado que un fondo de color amarillo brillante es el más eficaz para atraer moscas pequeñas, avispas y chinches como los pulgones, aunque las variantes azules pueden funcionar mejor en determinadas zonas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Trampas de cebo y trampas de feromonas. Los insectos responden a todo tipo de señales ambientales, y esto puede utilizarse para detectar alimento, pareja o lugares de oviposición. En lugar de utilizar métodos generales de recolección, se pueden atraer insectos específicos con diversos cebos según su ecología funcional. De hecho, muchos insectos solo pueden capturarse con ese enfoque. Los cebos pueden dividirse en grupos principales: estiércol, carroña, vegetación en descomposición o fermentación, olores sexuales (feromonas) y animales vivos. Hay muchas oportunidades para la originalidad y la inventiva en el diseño y la mejora de las trampas de cebo (McGavin & Davranoglou, 2022).

Monitoreo acústico. El registro acústico no invasivo de insectos cantores es especialmente útil en hábitats donde la observación visual o la recolección de ejemplares son difíciles o incluso imposibles. Hasta ahora, la mayoría de los investigadores se han concentrado en una pequeña fracción de insectos que producen cantos fuertes perceptibles para los humanos, principalmente cigarras (Cicadidae) y Orthoptera, utilizando equipos de audio relativamente económicos (Riede, 1997, citado en Hauser & Riede, 2015). La iniciativa Tropical Ecology Assessment and Monitoring Network (TEAM) propuso un extenso protocolo de recolección acústica, utilizando grabación digital con intervalos de tiempo programables mediante una computadora de bolsillo (Brandes, 2005, citado en Hauser & Riede, 2015).

Búsqueda manual. Simplemente ponerse a ras del suelo y buscar insectos es un método muy subestimado. Hay hábitats donde ningún otro método de recolección dará resultados. El aspecto más valioso (y a menudo ignorado) de la búsqueda manual es que se puede aprender qué están haciendo los animales. Los métodos de recolección masiva, como el barrido, el golpeo o la fumigación, permiten saber qué está presente y en qué cantidad, pero eso es todo lo que informan. La observación cuidadosa revelará mucho más (McGavin & Davranoglou, 2022).

Muestreo por succión. Desde la década de 1950, la necesidad de métodos más cuantitativos de recolección de insectos condujo al desarrollo de una serie de dispositivos de succión. El más común fue el D-Vac o, más propiamente, el muestreador de insectos por succión Dietrich. Desarrollado originalmente para su uso en cultivos agrícolas, el D-Vac se generalizó en la entomología ecológica y prácticamente se convirtió en equipo reglamentado para la recolección de invertebrados en hábitats de pastizales. Las ventajas de utilizar una máquina estándar con un área de recolección conocida y un esfuerzo de recolección conocido consistían en que diferentes sitios y diferentes estudios podían compararse de una manera que antes no era posible (McGavin & Davranoglou, 2022).

Métodos de extracción. Separar invertebrados pequeños del sustrato puede ser un proceso difícil y laborioso, pero se beneficia enormemente de ser un método absoluto. Los volúmenes, pesos o áreas medidas de la muestra darán datos cuantitativos. Se necesitan métodos diferentes para distintos sustratos, pero la forma más simple de herramienta de extracción es un tamiz. Aquí la gravedad y la agitación producirán solo una separación parcial. Diferentes mallas de tamiz (por ejemplo, celdas de 10, 5 y 2 mm) pueden ayudar, pero los animales pueden agarrarse o esconderse dentro de los restos grandes, y los ejemplares muy pequeños todavía tienen que separarse de los restos finos. Por lo general, es mejor persuadir a los animales para que abandonen el sustrato por sí mismos, y este principio se utiliza en diversos dispositivos de extracción (McGavin & Davranoglou, 2022).

Embudos de extracción Berlese/Tullgren. Son adecuados para extraer insectos y otros ejemplares moderadamente robustos de hojarasca, suelo triturado, madera en descomposición o incluso follaje fresco. Hay muchísimas variaciones sobre el mismo tema. Una muestra medida se coloca sobre una malla o tamiz sobre un embudo que conduce a una botella colectora que contiene alcohol (o seca para recolección en vivo). Se coloca una fuente de luz y calor (preferiblemente en una caja) directamente sobre la muestra, haciendo que el material se seque. Los animales migran hacia abajo a través de la muestra. Debe evitarse el secado rápido, ya que esto matará a los organismos más pequeños antes de que abandonen la muestra (McGavin & Davranoglou, 2022).

Bolsa Winkler. Un equipo excelente para extraer invertebrados de musgo, madera muerta, hojarasca e incluso cosas como nidos de aves en el campo es la bolsa Winkler (también conocida como extractor Winkler o aparato Winkler). Las bolsas están disponibles comercialmente, y Owen (1987, citado en McGavin & Davranoglou, 2022) ofrece una descripción completa del uso y la construcción de este aparato ligero y altamente eficaz. La bolsa Winkler es relativamente barata de fabricar y, a diferencia de otros dispositivos, no requiere una fuente de calor artificial para funcionar. Esencialmente, se utiliza una bolsa de calicó, reforzada con alambre y en forma de caja, para encerrar muestras medidas de hojarasca contenidas dentro de una malla gruesa. La sección inferior de la bolsa se estrecha hacia una botella colectora, que puede usarse seca o con alcohol. La parte superior de la bolsa se ata, y todo el conjunto se suspende bajo cubierta para que se seque gradualmente. Los animales de muestras que comienzan bastante secas se extraerán en unos pocos días, pero las muestras húmedas pueden tardar más de dos semanas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Métodos de matanza

No existen directrices claras sobre qué constituye la mejor o más humanitaria manera de matar insectos, pero el sentido común debería sugerir que cuanto más rápido, mejor: un buen principio si los ejemplares permanecen intactos y utilizables (McGavin & Davranoglou, 2022).

Frasco de cianuro. El método tradicional de matar insectos es el frasco de cianuro. La técnica todavía es preferida por algunos lepidopterólogos y ortopterólogos profesionales porque mata más rápido que otros métodos, mantiene los ejemplares secos y no causa cambios de color (los vapores de acetato de etilo, por ejemplo, pueden causar el desvanecimiento de algunos pigmentos verdes). Los frascos de vidrio o, preferiblemente, de polietileno de alta densidad para uso de campo se preparan con antelación y, con una preparación cuidadosa, pueden servir durante muchos meses (Arnett, 1985, citado en McGavin & Davranoglou, 2022). Un frasco típico utiliza una capa compacta de cianuro de potasio en polvo de 5 mm de grosor bajo una capa de serrín de 1 cm, cubierta por una capa de yeso de 1 cm. El yeso debe secarse completamente antes de que el frasco esté listo para su uso. Algunas personas no pueden oler el cianuro, y los frascos deben fabricarse bajo una campana extractora o en una habitación muy bien ventilada. El equipo contaminado debe sumergirse en una solución diluida de hidróxido de sodio a la que se haya añadido un exceso de solución de sulfato de hierro. Después de una hora, enjuague y lave con abundante agua. En estado seco, un frasco de cianuro tendrá una vida útil de uno a dos años. En el campo, unas gotas de agua absorbidas por la capa de yeso reaccionarán con el cianuro de potasio para formar gas cianhídrico (McGavin & Davranoglou, 2022).

Acetato de etilo. En el pasado se utilizaron vapores de diversas sustancias químicas, como benceno, tetracloruro de carbono, éter y amoníaco, para matar insectos. Muchas de ellas son peligrosas y algunas son inflamables, pero probablemente la alternativa más segura al cianuro en el campo es el acetato de etilo. Los vapores de acetato de etilo matan más lentamente que el cianuro y siguen siendo inflamables. Los frascos o viales matadores pueden fabricarse con una capa de yeso en el fondo, sobre la que se pueden dejar caer unas gotas de acetato de etilo. De forma más sencilla, se puede disponer una capa de algodón con unos trozos de papel de filtro encima dentro de una botella de polietileno. Los frascos matadores de gran capacidad deben tener una capacidad de al menos 500 ml y una boca ancha para que los ejemplares grandes puedan colocarse fácilmente en su interior (McGavin & Davranoglou, 2022).

Inmersión en alcohol. Para muchos otros métodos de recolección masiva, como el muestreo por succión o el barrido (la captura estará viva), o la fumigación (la captura ya estará muerta), el simple volumen del material significa que la simple inmersión en alcohol es el único método práctico combinado de matanza y almacenamiento (McGavin & Davranoglou, 2022).

Agua hirviendo. Los insectos grandes, como los escarabajos peloteros, pueden matarse muy rápidamente inyectando una pequeña cantidad de solución saturada de ácido oxálico en el tórax o el abdomen a través de las membranas intersegmentarias, pero tenga cuidado porque, además de ser venenoso, el ácido oxálico es un polvo cristalino blanco que puede despertar sospechas en la aduana. Los escarabajos peloteros y otras especies bastante robustas también pueden matarse muy rápidamente sumergiéndolos en agua hirviendo (lo que también los limpia) (McGavin & Davranoglou, 2022).

Registro de datos

Los ejemplares recolectados deben tener datos adecuados asociados. La información sobre dónde, cuándo, por quién y cómo se capturó cualquier insecto concreto debe ser lo más completa posible. Por ejemplo, «Tanzania, agosto de 1996» es claramente insuficiente en comparación con «recolectado con luz UV, 12 de agosto de 1996, campamento Ibaya, reserva de Mkomazi, Tanzania, G. C. McGavin». En el campo, los datos deben almacenarse cerca de los ejemplares (fijados a ellos o dentro del vial o sobre). El acceso al GPS permite determinar los lugares de recolección con una precisión sin precedentes (McGavin & Davranoglou, 2022).

No escriba en el exterior de los viales ni en las tapas de los viales. Las tapas de los viales pueden mezclarse accidentalmente, y las etiquetas pueden caerse o borrarse. Las etiquetas para colocar dentro de viales con material conservado en alcohol se hacen mejor en papel de buena calidad con lápiz o tinta resistente al agua. Nunca asuma que recordará dónde o cuándo se capturó un ejemplar concreto cuando regrese del campo. Los ejemplares sin datos adecuados son completamente inútiles (McGavin & Davranoglou, 2022).

Conservación de ejemplares

En el campo, los métodos más simples son el secado o el almacenamiento en alcohol. La mayoría de los insectos robustos, como escarabajos y chinches, pueden simplemente secarse al aire y empaquetarse en capas de guata de celulosa o tela. Las especies delicadas o de cuerpo blando y las arañas deben conservarse en alcohol al 70–80 % (etanol). Algunos coleopterólogos conservan escarabajos pequeños en una solución de ácido acético glacial al 4 % hasta que se secan y montan. Si se almacenan en un lugar fresco, el material debería estar bien durante muchos meses. Las polillas y mariposas nunca deben almacenarse en alcohol y lo mejor es secarlas en pequeños sobres de papel o triángulos de papel doblados, o montarlas y clavarlas directamente en cajas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Puede surgir un problema con especies grandes y grasientas, como algunos saltamontes y mantis. Una gran cantidad de tejido interno puede tardar mucho en secarse, y puede comenzar la descomposición. Una buena técnica es rellenar las cavidades abdominal y torácica con algodón. No es tan difícil como parece. Con un par de tijeras de disección finas, haga una incisión en la superficie ventral del abdomen. No necesita abrir el abdomen de proa a popa. Retire el contenido del abdomen con un par de pinzas finas de relojero. Asegúrese de llegar a la cavidad torácica para eliminar la parte anterior del intestino. No arranque los intestinos por el extremo posterior del animal, ya que puede dañar o eliminar partes de la genitalia que pueden ser valiosas para la identificación posterior. Utilice tijeras finas para cortar el recto cerca del extremo del abdomen. No necesita eliminar cada partícula de material blando del interior. Comenzando por el tórax, utilice pinzas finas para empujar pequeños trozos de algodón hacia la cavidad. Al terminar, el abdomen debe estar lo más cerca posible de la forma que tiene en la vida real. No necesita coser la incisión, ya que la cutícula se secará en la posición deseada sin fijación (McGavin & Davranoglou, 2022).

Cloroerosol (4-cloro-m-cresol). El método más útil de conservación en campo de insectos adultos, que nosotros y muchos otros hemos utilizado con éxito durante muchos años, implica el uso de cloroerosol (más correctamente 4-cloro-m-cresol) (Tindale, 1961, citado en McGavin & Davranoglou, 2022). Se espolvorea una pequeña cantidad (una cucharadita) en el fondo de un recipiente de polietileno hermético para alimentos y se cubre con una capa de tela o algodón. Encima se colocan los ejemplares en sobres de papel etiquetados o en capas de tela. Se deben espolvorear unos cristales de cloroerosol sobre cada décima capa aproximadamente. Una o dos servilletas arrugadas mantienen las capas en su lugar hasta que se llena la caja, después de lo cual se debe añadir una generosa porción de cloroerosol. El cloroerosol actúa como fungicida y bactericida y mantiene a los insectos húmedos y relajados durante meses, de modo que cuando comience a montarlos, el trabajo será muy fácil (McGavin & Davranoglou, 2022).

Conservación a largo plazo

Para algunos estudios que incluyen grandes cantidades de material, puede ser más fácil dejar los ejemplares en alcohol hasta que realmente se necesiten para una preparación más específica. Sin embargo, el material en alcohol requiere mantenimiento. Para el almacenamiento a largo plazo, los ejemplares críticos deben, idealmente, almacenarse en un congelador. Esto reducirá la necesidad de rellenar el alcohol y, como beneficio adicional, conservará los órganos internos en un estado absolutamente de primera calidad durante décadas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Por lo general, la identificación y el estudio sistemático de los ejemplares requerirán su montaje en seco. Clavar alfileres a los insectos permite manipularlos, examinarlos y almacenarlos de forma segura. A veces, un montaje inadecuado puede destruir precisamente los caracteres necesarios para una identificación correcta (McGavin & Davranoglou, 2022).

La mayoría de los ejemplares robustos pueden simplemente sacarse del alcohol, secarse y luego montarse de la manera adecuada al taxón. Pero los ejemplares pequeños o delicados necesitan algún tratamiento; de lo contrario, se arrugarán y quedarán inútiles. Existen técnicas simples que permiten extraer estos ejemplares del alcohol, secarlos y montarlos sin destruir el cuerpo (McGavin & Davranoglou, 2022).

Método con acetona. El enfoque más rápido y sencillo, especialmente cuando se dispone de grandes cantidades de ejemplares, es tratar toda la muestra como un todo. Con una pipeta, aplique los ejemplares en alcohol sobre un trozo cuadrado de cartón bastante rígido cuyos bordes estén doblados hacia arriba para formar una bandeja en miniatura. Dispóngalos en la posición requerida para el montaje posterior en esta etapa. Coloque el cartón en la tapa de una placa de Petri para mantener los ejemplares saturados de alcohol mientras les da posición. Los ejemplares se colocan mejor sobre el lado derecho con las alas plegadas planas sobre el cuerpo, lo que lleva algo de tiempo pero vale la pena, ya que al montar solo quedará colocar el ejemplar sobre una gota de pegamento en una punta de cartón. Una vez colocados los ejemplares, drene el exceso de alcohol levantando el cartón y dejándolo escurrir antes de colocar la bandeja de cartón en un ambiente saturado de acetona. La acetona se aplica generosamente sobre algodón en el fondo de un recipiente hermético resistente a la acetona, y los cartones con los ejemplares dispuestos sobre ellos, aún húmedos de alcohol, deben colocarse horizontal o verticalmente, sin contacto con la acetona, durante al menos seis horas. Para secar el material, retire la bandeja de cartón, que ahora está saturada de acetona, y colóquela en una placa de Petri bajo una lámpara de escritorio de 60 W (cerca de la bombilla) durante 20–30 minutos. Una vez que los ejemplares estén secos, tenga cuidado de no respirar sobre ellos con demasiada fuerza, de lo contrario saldrán volando. Después del secado, no es necesario montarlos inmediatamente, y pueden almacenarse en una placa de Petri en un ambiente libre de plagas. El método suele dar buenos resultados, pero a veces los ejemplares aún pueden desintegrarse, incluso si otros en la misma muestra están bien (McGavin & Davranoglou, 2022).

Método con 2-etoxietanol. Otra técnica para restaurar ejemplares delicados del almacenamiento en alcohol es especialmente útil para moscas o chinches pequeñas. Comience clavando alfileres a los ejemplares directamente del alcohol. Coloque los ejemplares clavados en un vial lleno de 2-etoxietanol durante la noche (mínimo 12 horas). Transfiera a un vial (de vidrio) lleno de acetato de etilo (1,5 horas para especies pequeñas, 3 horas para las más grandes). Cuando se extrae el ejemplar, las alas, en particular, se pegarán o arrugarán. Seque el exceso de acetato de etilo con una servilleta y sople rápidamente sobre el ejemplar para liberar las alas. Si las alas no se despliegan inmediatamente, despliéguelas con un alfiler fino o pinzas (Ismay, comunicación personal, citado en McGavin & Davranoglou, 2022).

Método para abejas. Las abejas almacenadas en alcohol no pueden simplemente sacarse y secarse, porque la densa cubierta de pelos se apelmaza y se aplana. Se puede preparar un ejemplar seco casi realista de la siguiente manera. Saque la abeja del alcohol, séquela con una servilleta para eliminar la mayor parte del líquido y sumérjala en 2-etoxietanol durante 24 horas. Elimine el exceso secando con una servilleta. Clave el ejemplar de la manera habitual, colocando las patas y las alas en las posiciones deseadas. La genitalia masculina puede exponerse en esta etapa con un alfiler pequeño doblado. Remoje el ejemplar clavado en acetato de etilo durante 24 horas. Al sacarlo, séquelo inmediatamente con un secador de pelo pequeño desde atrás. Los pelos se esponjarán y permanecerán erguidos (O’Toole, comunicación personal, citado en McGavin & Davranoglou, 2022).

Recuperación de materiales alcohólicos secos. Si un material alcohólico importante alguna vez se seca, puede rescatarse sumergiéndolo en una solución al 2 % de ortofosfato trisódico. La velocidad de rehidratación depende en gran medida del tamaño y el estado de los ejemplares, pero es mejor revisarlos cada hora aproximadamente. Una buena señal de que el proceso ha terminado es cuando los ejemplares se hunden hasta el fondo del recipiente. Luego, los ejemplares deben lavarse cuidadosamente con agua destilada antes de devolverlos al alcohol al 70 % (McGavin & Davranoglou, 2022).

Museo de Historia Natural de Londres

El Museo de Historia Natural (BMNH) de Londres es una de las instituciones de ciencias naturales más grandes y significativas del mundo. Sus colecciones entomológicas cuentan con aproximadamente 28 millones de ejemplares y abarcan todos los órdenes principales de insectos. Son especialmente famosas las colecciones de Coleoptera (escarabajos), Lepidoptera (mariposas y polillas), Hymenoptera (himenópteros) y Diptera (dípteros). El museo conserva ejemplares tipo invaluables recolectados por naturalistas tan destacados como Alfred Russel Wallace, Charles Darwin y Henry Walter Bates (McGavin & Davranoglou, 2022).

El museo fue fundado en 1753 sobre la base de las colecciones de Sir Hans Sloane y abierto al público en 1759. En 1881, las colecciones de ciencias naturales se separaron del Museo Británico en un edificio separado en South Kensington. Hoy, el Museo de Historia Natural es un centro de investigación líder en sistemática, taxonomía y conservación de la biodiversidad (McGavin & Davranoglou, 2022).

Instituto Zoológico de la Academia de Ciencias de Rusia (San Petersburgo)

El Instituto Zoológico de la Academia de Ciencias de Rusia (ZIN RAS) en San Petersburgo es la institución zoológica más antigua y grande de Rusia. Sus colecciones cuentan con más de 60 millones de ejemplares de animales, incluida una de las mayores colecciones de insectos del mundo. El instituto tiene su origen en la Kunstkamera, fundada por Pedro I en 1714. El Museo Zoológico, creado sobre la base de la Kunstkamera en 1832, se convirtió en el primer museo público de ciencias naturales de Rusia (McGavin & Davranoglou, 2022).

Las colecciones entomológicas del ZIN RAS incluyen más de 30 millones de ejemplares y abarcan todos los órdenes principales de insectos. Son especialmente significativas las colecciones de Coleoptera, Lepidoptera, Hymenoptera y Diptera. El instituto conserva ejemplares tipo de muchas especies descritas por entomólogos rusos y extranjeros. Las colecciones del ZIN RAS se utilizan activamente para investigaciones taxonómicas, faunísticas y ecológicas (McGavin & Davranoglou, 2022).

Otras grandes colecciones entomológicas

Además del Museo de Historia Natural y el ZIN RAS, las mayores colecciones entomológicas del mundo pertenecen a:

• Museo Nacional de Historia Natural (Smithsonian Institution, Washington, EE. UU.): más de 35 millones de ejemplares de insectos.
• Museo Americano de Historia Natural (Nueva York, EE. UU.): más de 20 millones de ejemplares.
• Museo de Historia Natural (París, Francia): más de 15 millones de ejemplares.
• Museo Zoológico de la Universidad de Copenhague (Dinamarca): más de 10 millones de ejemplares.
• Instituto Nacional de Biodiversidad (Leiden, Países Bajos): más de 10 millones de ejemplares.

Sistemática y diagnóstico de plagas

Las colecciones entomológicas son el fundamento de la sistemática de insectos. Cualquier revisión de un género, familia u orden comienza con el estudio del material de colección. Sin acceso a los ejemplares tipo, es imposible tanto describir una nueva especie como precisar los límites de taxones ya conocidos (McGavin & Davranoglou, 2022).

En el ámbito agropecuario, las colecciones de insectos desempeñan un papel especial en el diagnóstico de plagas. Cuando un agricultor o agrónomo descubre un insecto desconocido en su campo, puede enviar la muestra a un centro de diagnóstico, donde los especialistas la compararán con ejemplares de referencia de una colección. Sin tales patrones, la identificación precisa es imposible. Esto es especialmente importante para las especies cuarentenarias, que pueden causar enormes daños a la agricultura (Hauser & Riede, 2015).

Cuarentena

Al importar productos vegetales, es necesario asegurarse de que no contengan objetos de cuarentena. Las colecciones sirven como patrones de comparación para la identificación de especies cuarentenarias. Por ejemplo, cuando se encuentra un insecto desconocido en un cargamento de frutas importadas, es necesario determinar rápidamente si es cuarentenario. Los patrones de colección permiten realizar tal identificación de manera rápida y precisa (Hauser & Riede, 2015).

Control biológico

Para desarrollar métodos biológicos de lucha contra las plagas, es necesario identificar a los enemigos naturales: depredadores, parasitoides, antagonistas. Las colecciones de insectos sirven como fuente de tales organismos. Por ejemplo, para controlar los pulgones se pueden utilizar mariquitas o avispas icneumónidas; para controlar las orugas, avispas parasitoides. La identificación de estos insectos beneficiosos también requiere acceso a patrones de colección (Hauser & Riede, 2015).

Conservación de la biodiversidad

Las colecciones entomológicas sirven como seguro contra la extinción. Si una especie desaparece en la naturaleza, puede restaurarse a partir de muestras conservadas (si se dispone de cultivos vivos o ADN). Además, las colecciones documentan cambios en la distribución y abundancia de insectos, lo que es importante para el monitoreo de la biodiversidad y la evaluación del impacto del cambio climático (Hauser & Riede, 2015).

Degradación del ADN

La preservación del ADN en las colecciones entomológicas es un problema grave. El ADN comienza a degradarse inmediatamente después de la muerte del insecto. Los métodos de conservación, como el secado o el almacenamiento en alcohol, ralentizan pero no detienen este proceso. Como resultado, a menudo es imposible extraer ADN de suficiente calidad para investigaciones moleculares de ejemplares de colección antiguos (Astrin et al., 2013).

Para resolver este problema se están desarrollando métodos especiales: almacenamiento en crioprotectores, uso de gel de sílice para un secado rápido, almacenamiento a temperaturas ultrabajas. Sin embargo, incluso estos métodos no garantizan la preservación del ADN durante décadas (Astrin et al., 2013).

Daños

Las colecciones entomológicas están sujetas a daños por diversos factores:

• Insectos plaga (derméstidos, polillas, escarabajos taladradores) pueden devorar los ejemplares de colección.
• Moho y hongos se desarrollan con alta humedad.
• La luz causa el desvanecimiento y la destrucción de los pigmentos.
• Daños mecánicos durante una manipulación descuidada.
• Incendios e inundaciones pueden destruir colecciones enteras.

Para proteger las colecciones se utilizan armarios especiales, se mantienen constantes la temperatura y la humedad, y se realizan revisiones y tratamientos regulares.

Pérdida de etiquetas

Las etiquetas son una parte críticamente importante de un ejemplar de colección. Sin etiqueta, un ejemplar pierde su valor científico. Lamentablemente, las etiquetas a menudo se pierden, se dañan o se vuelven ilegibles. Esto es especialmente cierto en las colecciones antiguas, donde las etiquetas están escritas a mano y pueden estar dañadas por el tiempo (McGavin & Davranoglou, 2022).

Para prevenir la pérdida de etiquetas se utilizan las siguientes medidas:

• Duplicación de la información en bases de datos electrónicas.
• Uso de materiales resistentes al agua y duraderos para las etiquetas.
• Revisión regular y sustitución de etiquetas dañadas.
• Fotografía de los ejemplares junto con las etiquetas.

Colecciones de cultivos vivos

Las colecciones de cultivos vivos son depósitos de cepas de microorganismos que se mantienen en estado viable y pueden proporcionarse para investigación, uso industrial o diagnóstico. Incluyen (Lima, 2025):

• Colecciones de hongos (colecciones micológicas): cultivos vivos de hongos, incluidas levaduras, mohos y macromicetos.
• Colecciones de bacterias: cepas de bacterias, incluidas patógenas y no patógenas, industrialmente importantes y organismos modelo.
• Colecciones de oomicetos: cultivos vivos de oomicetos, como Phytophthora, Pythium, Plasmopara.
• Colecciones de levaduras: colecciones especializadas de levaduras utilizadas en biotecnología, la industria alimentaria y la genética.

Las colecciones como centros de recursos biológicos

Con el tiempo, las colecciones de cultivos microbianos evolucionaron hacia organizaciones más complejas, ampliando el alcance de sus actividades. Junto con cada colección se desarrolló la experiencia taxonómica, así como otras competencias científicas para aplicar estos recursos en diversos campos. Como resultado, la gama de servicios ofrecidos por las colecciones de cultivos se amplió significativamente y se convirtió en una parte crucial de sus actividades (Lima, 2025).

Con la llegada de las tecnologías avanzadas y la era digital, las colecciones de cultivos adoptaron las mejores prácticas, directrices y marcos legales para mejorar sus actividades. Esta evolución culminó con la introducción del concepto de centros de recursos biológicos (BRC) en 2001 por la Organización para la Cooperación y el Desarrollo Económicos (OCDE) (Lima, 2025).

En esencia, los centros de recursos microbiológicos (mBRC) forman un componente vital de la infraestructura que apoya la biotecnología. Sirven como depósitos y proveedores de servicios, y contienen células vivas, genomas de organismos e información relacionada con la herencia y las funciones de los sistemas biológicos. Los mBRC deben cumplir los más altos estándares de calidad y experiencia exigidos por la comunidad científica e industrial internacional para garantizar un suministro fiable de materiales biológicos e información. Con este nuevo concepto, las colecciones de cultivos reforzaron la implementación de sistemas de gestión de calidad mediante procesos de certificación, como ISO 9001, o procesos de acreditación mediante normas ISO 17025 (Lima, 2025).

Actualmente, la reciente norma ISO 20387 aborda específicamente los Requisitos generales para el biobancaje, donde el biobancaje se define como el proceso de adquisición y almacenamiento, junto con algunas o todas las actividades relacionadas con la recolección, preparación, preservación, prueba, análisis y distribución de un determinado material biológico, así como la información y los datos asociados. Además, esta norma define el material biológico como cualquier sustancia obtenida de o que forma parte de una entidad orgánica, como un ser humano, animal, planta, microorganismo(s) u organismo(s) multicelular(es) que no sean animales ni plantas (por ejemplo, algas pardas y hongos) (Lima, 2025).

Cadena de valor en los mBRC

La Figura 1 (Lima, 2025) presenta la cadena de valor en los centros de recursos microbiológicos, desde los aislados hasta las cepas bien caracterizadas, conservadas y suministradas para diversas aplicaciones. Esta cadena incluye las siguientes etapas:

1. Muestreo (sampling): recolección de material del medio ambiente.

2. Aislamiento y cultivo (isolation & cultivation): aislamiento de cultivos puros.

3. Identificación y caracterización (identification & characterization): determinación de la pertenencia taxonómica y las propiedades.

4. Biorrecursos y datos (bioresources & data): conservación de cepas e información asociada.

5. Aplicaciones (applications): uso en diversos campos: medio ambiente y energía, salud y alimentación, agroalimentación, biotecnología.

Mantenimiento en medios (resiembra periódica)

El método más tradicional de conservación de cultivos de microorganismos es la resiembra periódica en medios nutritivos frescos. Los cultivos se cultivan en medios agarizados o líquidos y luego se transfieren periódicamente (cada pocas semanas o meses) a un medio fresco para mantener la viabilidad (Lima, 2025; Alexopoulos et al., 1996).

Ventajas:

• Sencillez y accesibilidad.
• Posibilidad de control visual del estado del cultivo.
• No requiere equipo complejo.

Desventajas:

• Laboriosidad (necesidad de resiembras regulares).
• Riesgo de contaminación en cada resiembra.
• Riesgo de pérdida de propiedades (inestabilidad genética, pérdida de la capacidad de esporulación, reducción de la productividad).
• Tiempo de almacenamiento limitado entre resiembras.

La resiembra periódica se utiliza principalmente para el almacenamiento a corto plazo de cultivos de trabajo y para cultivos que toleran mal la congelación o la liofilización.

Liofilización (secado por sublimación)

La liofilización es un método de conservación en el que el cultivo se congela y luego se elimina el agua por sublimación al vacío. Las células microbianas se secan sin pasar por la fase líquida, lo que minimiza los daños (Lima, 2025; Campbell et al., 2018).

Ventajas:

• Almacenamiento prolongado (décadas).
• Ausencia de necesidad de resiembras regulares.
• Bajo riesgo de contaminación.
• Almacenamiento compacto.

Desventajas:

• No todos los microorganismos sobreviven a la liofilización (especialmente sensibles son algunos hongos, oomicetos y protozoos).
• Posible pérdida de propiedades (por ejemplo, capacidad de esporulación o productividad).
• Requiere equipo especial (liofilizador).
• La recuperación de los cultivos puede llevar tiempo.

La liofilización se utiliza ampliamente para la conservación de bacterias, levaduras y hongos esporulados.

Crioconservación (almacenamiento a temperaturas ultrabajas)

La crioconservación es un método de conservación de cultivos vivos a temperaturas ultrabajas, generalmente en nitrógeno líquido (−196 °C) o sus vapores (−150 °C). A tales temperaturas, los procesos metabólicos se detienen prácticamente y las células pueden conservarse indefinidamente (Lima, 2025; Campbell et al., 2018).

Ventajas:

• El almacenamiento más prolongado (décadas y más).
• Pérdida mínima de propiedades.
• Ausencia de necesidad de resiembras regulares.
• Adecuado para la mayoría de los microorganismos.

Desventajas:

• Requiere equipo costoso (crioalmacenes, vasos Dewar).
• Necesidad de suministro constante de nitrógeno líquido.
• Riesgo de pérdida de muestras en caso de aumento de temperatura de emergencia.
• Algunos microorganismos son sensibles a la congelación (se requieren crioprotectores).

Los crioprotectores son sustancias que se añaden al cultivo antes de la congelación para proteger las células de los daños causados por la formación de cristales de hielo. Los más utilizados son el glicerol (10–20 %), el dimetilsulfóxido (DMSO, 5–10 %), el metanol y la sacarosa (Lima, 2025).

La crioconservación es el método preferido para la conservación a largo plazo de la mayoría de los microorganismos, incluidos hongos, levaduras, bacterias y oomicetos.

Otros métodos de conservación

Secado sobre soporte inerte. Los cultivos pueden conservarse aplicándolos sobre soportes inertes estériles (arena, suelo, gel de sílice, zeolita) seguido de secado. El método es sencillo pero no aplicable a todos los microorganismos (Lima, 2025).

Almacenamiento bajo aceite mineral. Los cultivos en medios agarizados se cubren con una capa de aceite mineral estéril, lo que ralentiza el metabolismo y evita la desecación. El método es sencillo pero requiere control regular y no es adecuado para el almacenamiento a largo plazo (Lima, 2025).

Encapsulación en alginato. Las células se inmovilizan en gel de alginato de calcio, lo que proporciona protección y la posibilidad de almacenamiento a largo plazo. El método se utiliza para algunas bacterias y hongos (Lima, 2025).

CBS (Centraalbureau voor Schimmelcultures, Países Bajos)

CBS es una de las mayores y más autorizadas colecciones de hongos y levaduras del mundo. Fundada en 1904 en Baarn (Países Bajos). Actualmente forma parte del Instituto Westerdijk de Biodiversidad Fúngica (Academia Real de Artes y Ciencias de los Países Bajos) (Lima, 2025).

La colección CBS cuenta con más de 100 000 cepas de hongos y levaduras, incluidos ejemplares tipo de miles de especies. CBS es un centro de referencia mundial para la taxonomía de hongos y levaduras, y presta servicios de identificación, conservación y suministro de cultivos. La colección se utiliza activamente en biotecnología, medicina, agricultura y ecología (Lima, 2025).

ATCC (American Type Culture Collection, EE. UU.)

ATCC es la mayor y más universal colección de cultivos de microorganismos del mundo. Fundada en 1925. Su sede está en Manassas (Virginia, EE. UU.) (Lima, 2025).

La colección ATCC cuenta con más de 50 000 cepas de bacterias, hongos, levaduras, virus, protozoos y líneas celulares. ATCC proporciona cultivos para investigación, industria, diagnóstico y educación. La colección incluye tanto microorganismos patógenos como no patógenos, así como cepas modificadas genéticamente (Lima, 2025).

VKM (Colección Panrusa de Microorganismos, Rusia)

VKM es la mayor colección de microorganismos de Rusia. Fundada en 1958 en el Instituto de Bioquímica y Fisiología de Microorganismos de la Academia de Ciencias de Rusia (Pushchino). VKM es miembro de la Federación Mundial de Colecciones de Cultivos (WFCC) y está registrada en el WDCM (Lima, 2025).

La colección VKM cuenta con más de 20 000 cepas de bacterias, hongos, levaduras y actinomicetos. VKM proporciona cultivos para investigación científica, biotecnología, agricultura y educación. La colección se especializa en microorganismos importantes para los ciclos biogeoquímicos, la biorremediación y la microbiología industrial (Lima, 2025).

Otras grandes colecciones de cultivos

Además de CBS, ATCC y VKM, las mayores colecciones de cultivos del mundo pertenecen a:

• DSMZ (German Collection of Microorganisms and Cell Cultures, Alemania): más de 30 000 cepas.
• NBRC (NITE Biological Resource Center, Japón): más de 30 000 cepas.
• CIP (Collection de l'Institut Pasteur, Francia): más de 25 000 cepas.
• NCIMB (National Collection of Industrial, Food and Marine Bacteria, Reino Unido): más de 10 000 cepas.
• JCM (Japan Collection of Microorganisms, Japón): más de 20 000 cepas.

Diagnóstico

Las colecciones de cultivos sirven como patrones para el diagnóstico de microorganismos. Cuando es necesario identificar un aislado desconocido, se compara con cepas tipo de la colección. Esto es especialmente importante para el diagnóstico de patógenos de plantas, animales y humanos (Lima, 2025; Alexopoulos et al., 1996).

En el ámbito agropecuario, las colecciones de cultivos se utilizan para:

• Identificación de hongos y bacterias fitopatógenos.
• Diagnóstico de micotoxinas.
• Control de calidad de preparados biológicos.

Control biológico

Para desarrollar métodos biológicos de lucha contra plagas y enfermedades, es necesario identificar y conservar cepas de antagonistas: microorganismos que suprimen a los patógenos. Las colecciones de cultivos sirven como fuente de tales cepas y garantizan su conservación para la producción de preparados biológicos (Lima, 2025).

Ejemplos:

• Trichoderma spp.: hongos antagonistas utilizados para el control biológico de fitopatógenos.
• Bacillus subtilis: bacteria que suprime el crecimiento de muchos hongos patógenos.
• Beauveria bassiana: hongo utilizado para el control biológico de insectos plaga.

Industria

Los cultivos microbianos se utilizan ampliamente en la industria para la producción de:

• Antibióticos (penicilina de Penicillium chrysogenum, cefalosporinas de Cephalosporium acremonium).
• Enzimas (amilasas, proteasas, lipasas, celulasas).
• Ácidos orgánicos (cítrico, láctico, acético).
• Vitaminas (riboflavina, B12).
• Aminoácidos (ácido glutámico, lisina).
• Biopolímeros (goma xantana, dextrano).

Las colecciones de cultivos garantizan la conservación de cepas industrialmente importantes y su disponibilidad para los productores (Lima, 2025; Alexopoulos et al., 1996).

Ciencia y educación

Las colecciones de cultivos son un recurso insustituible para la investigación científica en microbiología, genética, biología molecular, ecología y evolución. Permiten:

• Estudiar la diversidad biológica de los microorganismos.
• Realizar estudios genómicos comparativos.
• Desarrollar nuevos métodos de diagnóstico y tratamiento.
• Formar a estudiantes e investigadores.

Contaminación

La contaminación es uno de los principales problemas de las colecciones de cultivos. Durante las resiembras, las manipulaciones o el almacenamiento, pueden entrar microorganismos extraños en el cultivo, lo que puede:

• Alterar las propiedades de la cepa.
• Provocar la pérdida del cultivo.
• Distorsionar los resultados de la investigación.

Para prevenir la contaminación se utilizan:

• Condiciones de trabajo estériles (cabinas de flujo laminar, autoclaves).
• Control regular de la pureza de los cultivos.
• Uso de antibióticos (para algunos cultivos).
• Crioconservación (minimiza las manipulaciones).

Pérdida de propiedades

Durante el almacenamiento prolongado, los cultivos pueden perder sus propiedades:

• Capacidad de esporulación.
• Productividad (síntesis de antibióticos, enzimas).
• Patogenicidad (para cepas patógenas).
• Estabilidad genética.

Para minimizar la pérdida de propiedades se utilizan:

• Crioconservación (la más eficaz).
• Liofilización (para cepas estables).
• Minimización del número de resiembras.
• Control de las propiedades después de la recuperación.

Inestabilidad genética

La inestabilidad genética es la propiedad de algunos microorganismos de cambiar sus características genéticas durante el cultivo. Esto puede provocar:

• Pérdida de plásmidos.
• Cambios en la expresión génica.
• Aparición de mutantes.

Para combatir la inestabilidad genética se utilizan:

• Crioconservación (detiene la división celular).
• Selección de clones estables.
• Control genético.

Aspectos legales y éticos

El trabajo con colecciones de cultivos está regulado por normas legales internacionales y nacionales:

• Convenio sobre la Diversidad Biológica (CDB): establece los derechos soberanos de los Estados sobre sus recursos genéticos.
• Protocolo de Nagoya: regula el acceso a los recursos genéticos y la distribución de los beneficios derivados de su utilización.
• Convención sobre Armas Biológicas: prohíbe el desarrollo y la producción de armas biológicas.
• Leyes nacionales: regulan la importación, exportación y uso de microorganismos.

Las colecciones de cultivos deben cumplir estas normas al adquirir, almacenar y distribuir cepas (Lima, 2025).

Federación Mundial de Colecciones de Cultivos (WFCC)

La WFCC es una organización internacional que reúne colecciones de cultivos de todo el mundo. Fundada en 1963. La WFCC coordina las actividades de las colecciones, desarrolla normas y promueve el intercambio de información y recursos (Lima, 2025).

Centro Mundial de Datos sobre Microorganismos (WDCM)

El WDCM es una base de datos global que contiene información sobre las colecciones de cultivos y sus fondos. El WDCM proporciona acceso a catálogos de cepas y garantiza la búsqueda y el pedido de cultivos (Lima, 2025).

Organización Europea de Colecciones de Cultivos (ECCO)

La ECCO es una red regional de colecciones de cultivos en Europa. La ECCO coordina las actividades de las colecciones europeas, desarrolla normas de calidad y promueve la cooperación (Lima, 2025).

Microbial Resource Research Infrastructure — European Research Infrastructure Consortium (MIRRI-ERIC)

MIRRI-ERIC es una infraestructura europea de investigación que reúne colecciones microbianas e institutos de investigación para proporcionar recursos y servicios microbianos de alta calidad para la investigación, la industria y la biotecnología. MIRRI-ERIC opera en el marco del Foro Estratégico Europeo sobre Infraestructuras de Investigación, promoviendo la excelencia científica y el uso sostenible de la biodiversidad microbiana en Europa. Actualmente está formada por siete países miembros y un país observador, cada uno con un nodo nacional (Lima, 2025).

Red Global de Centros de Recursos Biológicos (GBRCN)

La GBRCN es una «red de redes» cuyo objetivo es integrar diversas redes nacionales y regionales en una estructura distribuida pero altamente coordinada. La GBRCN busca implementar las mejores prácticas de la OCDE, reduciendo la fragmentación y la dispersión en los mBRC y los datos relacionados. Así, busca liberar el potencial para lograr economías de escala, minimizar la duplicación entre colecciones de cultivos y mejorar la interoperabilidad de los datos (Lima, 2025).

Principios de conservación de los recursos genéticos vegetales

Los bancos de genes de plantas son depósitos especializados destinados a conservar la diversidad genética de las plantas cultivadas y sus parientes silvestres. El objetivo principal de tales bancos es garantizar la conservación a largo plazo de las accesiones en estado viable y ponerlas a disposición de fitomejoradores, investigadores y otros usuarios (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Según el Segundo Informe sobre el Estado de los Recursos Fitogenéticos para la Alimentación y la Agricultura en el Mundo (FAO, 2010, citado en Mattoo, 2017), en el mundo hay más de 1750 bancos de genes, que almacenan aproximadamente 7,4 millones de accesiones. Sin embargo, se estima que solo el 25–30 % de estas accesiones son genéticamente únicas (FAO, 2010, citado en Mattoo, 2017).

Para el tomate, por ejemplo, en la base de datos WIEWS (World Information and Early Warning System) están registradas 79 292 accesiones conservadas ex situ, y en el portal Genesys, 49 224 accesiones (Mattoo, 2017). La mayor colección individual de tomate en el sector público (8566 accesiones, o el 10,8 % de las existencias mundiales según WIEWS) la mantiene AVRDC — el Centro Mundial de Hortalizas en Taiwán (Mattoo, 2017).

Para la papa, según el mismo informe, 98 285 accesiones se conservan en 174 bancos de genes de todo el mundo. Seis bancos de genes almacenan el 41 % de las accesiones mundiales de papa: INRA (Francia, 11 %), VIR (Rusia, 9 %), CIP (Perú, 8 %), IPK (Alemania, 5 %), USDA-ARS (EE. UU., 5 %) y NIAS (Japón, 3 %) (Ellis et al., 2020).

Svalbard Global Seed Vault (Bóveda Global de Semillas de Svalbard)

La Svalbard Global Seed Vault (SGSV) es el objeto más conocido y, quizás, el más importante para la conservación de los recursos fitogenéticos del mundo. Está situada en el archipiélago de Svalbard (Noruega), a 78 grados de latitud norte, en el espesor del permafrost (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

La bóveda fue creada por iniciativa del gobierno noruego y abierta en 2008. Funciona como una «caja negra»: el depositante conserva la plena propiedad del material, y la bóveda solo presta un servicio de almacenamiento. Condiciones de almacenamiento: contenedores herméticos, semillas correctamente secadas, temperatura −18 °C. En tales condiciones, las semillas de calidad pueden conservar su viabilidad durante 50–100 años (Ellis et al., 2020).

La SGSV no es un «banco de genes» en el sentido habitual. Es una «última línea de defensa»: un depósito de respaldo que se activa solo en caso de pérdida de muestras en los bancos de genes principales. Los materiales se retiran solo cuando todas las demás copias se han perdido. La gestión es pasiva: la bóveda no se ocupa de la caracterización, evaluación, regeneración u otras actividades similares (FAO, 2007).

A finales de 2017, la SGSV contenía casi 900 000 accesiones de semillas de diversos cultivos, incluidas semillas de 136 especies de papa silvestre, cinco híbridos naturales de papa silvestre y seis especies de papa cultivada (Ellis et al., 2020). La bóveda también alberga colecciones duplicadas de los países de la SADC (Comunidad de Desarrollo del África Meridional) y otras regiones (FAO, 2007).

VIR (Instituto Panruso de Recursos Genéticos Vegetales N. I. Vavilov, San Petersburgo)

El VIR es el depósito de recursos fitogenéticos más antiguo y uno de los mayores del mundo. El instituto fue fundado en 1926 por Nikolái Ivánovich Vavílov, quien organizó numerosas expediciones por todo el mundo para recolectar muestras de plantas cultivadas y sus parientes silvestres (Ellis et al., 2020).

La colección del VIR cuenta con más de 320 000 accesiones que representan más de 2500 especies de plantas de 155 países. Es una de las colecciones más ricas del mundo, e incluye accesiones únicas de trigo, centeno, cebada, avena, papa, lino, girasol y muchos otros cultivos. El VIR es miembro del Tratado Internacional sobre los Recursos Fitogenéticos para la Alimentación y la Agricultura (ITPGRFA) y proporciona accesiones para investigación y fitomejoramiento en los términos del Acuerdo Normalizado de Transferencia de Material (SMTA) (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Durante la Gran Guerra Patria, los empleados del VIR realizaron una hazaña al conservar la colección en el Leningrado sitiado, a pesar del hambre y el frío. Esta historia se convirtió en un símbolo de dedicación a la ciencia y de comprensión del valor de los recursos genéticos para el futuro de la humanidad.

Kew Millennium Seed Bank (Banco de Semillas del Milenio, Reino Unido)

El Millennium Seed Bank es el mayor banco de semillas de plantas silvestres del mundo. Está situado en Wakehurst Place (West Sussex, Reino Unido) y forma parte de los Reales Jardines Botánicos de Kew (Singh, 2019).

El banco fue inaugurado en 2000 con un ambicioso objetivo: conservar el 25 % de la flora mundial para 2020. La colección incluye semillas de más de 40 000 especies de plantas silvestres, muchas de las cuales están en peligro de extinción. Las semillas se almacenan a −20 °C tras un cuidadoso secado, lo que permite conservar la viabilidad durante décadas (Singh, 2019).

El Millennium Seed Bank participa activamente en proyectos internacionales de conservación de plantas, realiza investigaciones sobre la fisiología de las semillas y desarrolla métodos de criopreservación para especies cuyas semillas no toleran el secado convencional (las llamadas semillas «recalcitrantes»).

Otros grandes bancos de genes de plantas

Además de la SGSV, el VIR y el Millennium Seed Bank, los mayores bancos de genes de plantas del mundo son:

• USDA-ARS National Plant Germplasm System (EE. UU.): más de 500 000 accesiones, incluidas colecciones en Fort Collins (Colorado), Geneva (Nueva York) y otros centros.
• CIP (International Potato Center, Perú): la mayor colección de papa in vitro (8354 accesiones) y criopreservada (más de 2500 accesiones) (Ellis et al., 2020).
• AVRDC — The World Vegetable Center (Taiwán): la mayor colección de cultivos hortícolas, incluidas 8566 accesiones de tomate (Mattoo, 2017).
• IPK Gatersleben (Alemania): más de 150 000 accesiones, incluidas grandes colecciones de cereales y leguminosas.
• Embrapa (Brasil): el mayor banco de genes de América Latina, que incluye colecciones de cultivos tropicales.

Métodos de conservación en los bancos de genes de plantas

Los bancos de genes de plantas utilizan varios métodos de conservación (Ellis et al., 2020; FAO, 2007):

1. Almacenamiento de semillas (seed storage). El método más común. Las semillas se secan hasta un bajo contenido de humedad (5–8 %) y se almacenan a bajas temperaturas (−18 °C o menos). Para la mayoría de las plantas cultivadas, esto garantiza la conservación durante décadas. Sin embargo, algunas especies (recalcitrantes) no toleran el secado y requieren otros métodos.

2. Colecciones de campo (field collections). Las plantas vivas se cultivan en el campo o en invernadero. Este método se utiliza para cultivos que no producen semillas viables o se propagan vegetativamente (por ejemplo, plátanos, ñame, algunos clones de papa). Desventajas: altos costos, riesgo de pérdida por enfermedades, plagas y desastres naturales.

3. Colecciones in vitro (cultivo de tejidos). Las plantas se mantienen en cultivo estéril de tejidos en medios nutritivos. Esto permite conservar clones libres de enfermedades y garantiza la posibilidad de intercambio internacional. Por ejemplo, el CIP mantiene la mayor colección in vitro de papa: 8354 accesiones, la mayoría de las cuales son variedades locales (89,8 %) de la región andina (Ellis et al., 2020).

4. Crioconservación (cryopreservation). Los tejidos (meristemos, semillas, embriones) se conservan en nitrógeno líquido a −196 °C. Es el método más eficaz para la conservación a largo plazo, pero requiere equipo costoso y personal altamente cualificado. Para la papa, los métodos más exitosos incluyen la vitrificación en gotas de DMSO (IPK, más de 1000 accesiones) y la vitrificación en gotas de PVS2 (CIP, más de 2500 accesiones a finales de 2017) (Ellis et al., 2020).

Principios de conservación de los recursos genéticos animales

Los biobancos de animales son depósitos de material genético (esperma, óvulos, embriones, tejidos, ADN) de animales de granja y silvestres. Su objetivo principal es conservar la diversidad genética de razas y especies, especialmente las que están en peligro de extinción (FAO, 2007).

Según los datos de DAD-IS (Domestic Animal Diversity Information System), en el mundo hay 4956 especies existentes de mamíferos y 1970 especies de aves criadas por el ser humano. Sin embargo, solo unas pocas están bien representadas en colecciones in vitro, y casi ninguna ha sido muestreada a niveles que correspondan a las directrices de la FAO para el muestreo in vitro (FAO, 2007).

En Europa y Asia Central, por ejemplo, ya se han extinguido 481 especies de mamíferos y 39 especies de aves, y otras 624 especies de mamíferos y 481 especies de aves están amenazadas (FAO, 2007). Esto hace que la creación de biobancos de animales sea críticamente importante para la conservación de la agrobiodiversidad.

Crioconservación de esperma, óvulos y embriones

Los principales métodos de conservación del material genético animal (FAO, 2007):

1. Crioconservación de esperma. El método más desarrollado y ampliamente utilizado. El esperma se recoge, se diluye en una solución adecuada (iónica o no iónica), se añade un crioprotector (generalmente glicerol, DMSO, DMA o DMF), luego se enfría y se congela en nitrógeno líquido (−196 °C). Las dosis individuales de esperma generalmente se congelan en pajuelas (straws) para garantizar condiciones sanitarias óptimas y una identificación constante de cada dosis (FAO, 2007).

Tras la inseminación artificial con esperma congelado-descongelado, las tasas globales de concepción promedian el 50–65 % en bovinos, el 70–80 % en cerdos, el 50–80 % (intrauterino) o el 55–65 % (cervical) en cabras, el 50–80 % (intrauterino) o el 55–60 % (cervical) en ovejas y el 35–40 % en caballos (FAO, 2007).

2. Crioconservación de óvulos (oocitos). Un método más complejo, ya que los oocitos son más sensibles a la congelación que el esperma. Para los mamíferos (bovinos, ovejas, cabras) se han desarrollado métodos de congelación lenta y vitrificación (congelación ultrarrápida). Sin embargo, el éxito en la obtención de descendencia sigue siendo bajo (menos del 10 %) (FAO, 2007).

3. Crioconservación de embriones. Los embriones de mamíferos pueden congelarse, descongelarse y transferirse con éxito a hembras receptoras. Este método permite restaurar completamente el genoma original, incluido el ADN nuclear y citoplasmático. Para bovinos, ovejas y cabras se han desarrollado protocolos de congelación lenta y vitrificación (FAO, 2007).

4. Crioconservación de células somáticas. La creación de la oveja Dolly en 1996 abrió la posibilidad de clonar animales a partir de células somáticas. Aunque el método sigue siendo caro y poco eficiente, puede utilizarse para restaurar razas en peligro. Por ejemplo, en Nueva Zelanda, la raza de ganado Enderby Island fue restaurada a partir de células somáticas de la última vaca llamada «Lady» (FAO, 2007).

Programas nacionales e internacionales

National Animal Germplasm Program (NAGP, EE. UU.). El programa se inició en 1999 para crear un banco nacional de genes de animales. El NAGP recoge, conserva y distribuye material genético criopreservado (esperma, embriones, tejidos) de animales de granja. Las colecciones crecen rápidamente en estrecha colaboración con la industria. El programa sirve como copia de seguridad para las empresas de cría (FAO, 2007).

European Regional Focal Point for Animal Genetic Resources (ERFP). Red europea que coordina las actividades para la conservación de los recursos genéticos animales. La ERFP desarrolla directrices para la creación de programas nacionales de crioconservación (FAO, 2007).

Bancos de genes nacionales. Muchos países están creando sus propios bancos de genes de animales: Francia (National Cryobank), Alemania (Genebank for Animals), Países Bajos (Genebank for Animals), Brasil (Animal Germplasm Bank en Embrapa) y otros (FAO, 2007).

Definición y finalidad

Un banco de ADN es un depósito de ADN genómico aislado de diversos organismos, así como de tejidos destinados a la extracción de ADN en el futuro. Los bancos de ADN desempeñan un papel clave en la sistemática molecular, la filogenética, la genética de poblaciones, la biología evolutiva y la biología de la conservación (Soltis et al., 1998; Astrin et al., 2013).

Las principales tareas de los bancos de ADN:

• Conservación del ADN de especies raras, en peligro y extintas.
• Proporcionar acceso al material genético para la investigación.
• Documentar la diversidad genética.
• Apoyar la sistemática molecular y la taxonomía.

Tipos de muestras en los bancos de ADN

Los bancos de ADN pueden almacenar diversos tipos de muestras (Astrin et al., 2013):

1. ADN aislado (DNA voucher). ADN genómico purificado, almacenado congelado o secado. Es una muestra derivada, que no debe utilizarse como specimen voucher si es posible.

2. Muestras de tejido (tissue voucher). Tejidos conservados (generalmente congelados) para preservar las propiedades moleculares. Pueden ser tejidos fijados o células viables.

3. Muestras genómicas (genomic sample). Muestras que contienen un alto porcentaje del genoma del organismo en forma ampliamente no fragmentada.

4. Ejemplares voucher (specimen voucher). Ejemplares morfológicos (hojas de herbario, insectos clavados con alfileres) que sirven como base para la identificación taxonómica. Las muestras moleculares deben estar vinculadas a ejemplares voucher para garantizar la reproducibilidad de la investigación (Astrin et al., 2013).

Los mayores bancos de ADN

GenBank (NCBI, EE. UU.). La mayor base de datos de secuencias de nucleótidos del mundo. Aunque GenBank no almacena muestras físicas de ADN, contiene información de secuencias vinculada a ejemplares voucher. La mayoría de las revistas exigen el depósito de secuencias en GenBank antes de la publicación (Soltis et al., 1998; Stuessy, 2009).

European Nucleotide Archive (ENA). El análogo europeo de GenBank, parte de la International Nucleotide Sequence Database Collaboration (INSDC). Contiene más de 215 000 muestras de plantas vasculares con datos de voucher (Paton et al., 2025).

DNA Bank Network (Alemania). Red de bancos de ADN alemanes que reúne las colecciones del Jardín Botánico y Museo Botánico de Berlín-Dahlem, el Museo de Investigación Zoológica Alexander Koenig (ZFMK) y otras instituciones. Proporciona acceso a muestras de ADN y tejidos para investigación (Astrin et al., 2013).

Global Genome Biodiversity Network (GGBN). Red internacional de biobancos cuyo objetivo es crear una infraestructura global para la conservación y el uso de muestras genómicas. La GGBN reúne a más de 70 instituciones de 20 países (Astrin et al., 2013).

Criobancos en jardines botánicos. Muchos jardines botánicos (Kew, Missouri Botanical Garden, New York Botanical Garden) crean criobancos para conservar ADN y tejidos de plantas, especialmente especies raras y en peligro.

Normas y requisitos para los bancos de ADN

Para garantizar la calidad y la reproducibilidad de la investigación, los bancos de ADN deben cumplir una serie de normas (Astrin et al., 2013; Campbell et al., 2018):

1. Vínculo con ejemplares voucher. Cada muestra molecular debe estar vinculada a un voucher morfológico conservado en una colección reconocida. Esto garantiza la posibilidad de verificar la identificación taxonómica.

2. Estandarización de la documentación. Es necesario documentar el origen de la muestra, los métodos de extracción de ADN, las condiciones de almacenamiento, la calidad y la concentración del ADN.

3. Control de calidad. Verificación regular de la calidad del ADN (grado de degradación, presencia de inhibidores de la PCR), control de la contaminación.

4. Condiciones de almacenamiento. El ADN se almacena a −20 °C o −80 °C para el almacenamiento a corto plazo, en nitrógeno líquido (−196 °C) para el almacenamiento a largo plazo. Los tejidos se almacenan en gel de sílice, etanol o congelados.

5. Normas éticas y legales. Cumplimiento del Protocolo de Nagoya, obtención de permisos para la recolección y el uso de recursos genéticos, respeto de los derechos de los pueblos indígenas.

Definición y finalidad

Los biobancos microbianos son depósitos de cultivos vivos de microorganismos (bacterias, hongos, levaduras, virus) destinados a la conservación, caracterización y distribución de cepas con fines científicos, médicos, industriales y agrícolas. Son un componente clave de la infraestructura de la biotecnología (Lima, 2025).

Los biobancos microbianos se diferencian de otros tipos de biobancos en que almacenan organismos vivos que deben mantenerse en estado viable. Esto requiere métodos especiales: crioconservación, liofilización, resiembra periódica (Lima, 2025).

Los mayores biobancos microbianos

CBS (Westerdijk Fungal Biodiversity Institute, Países Bajos). Una de las mayores colecciones de hongos y levaduras del mundo, con más de 100 000 cepas. CBS es un centro de referencia mundial para la taxonomía de hongos (Lima, 2025).

ATCC (American Type Culture Collection, EE. UU.). La mayor colección universal de microorganismos, con más de 50 000 cepas de bacterias, hongos, levaduras, virus y líneas celulares (Lima, 2025).

VKM (Colección Panrusa de Microorganismos, Rusia). La mayor colección de microorganismos de Rusia, con más de 20 000 cepas. Se especializa en microorganismos importantes para los ciclos biogeoquímicos y la biorremediación (Lima, 2025).

DSMZ (German Collection of Microorganisms and Cell Cultures, Alemania). Más de 30 000 cepas, incluidas bacterias, hongos, levaduras y líneas celulares.

NBRC (NITE Biological Resource Center, Japón). Más de 30 000 cepas, incluidos microorganismos industrialmente importantes.

CIP (Collection de l'Institut Pasteur, Francia). Más de 25 000 cepas, incluidos microorganismos patógenos.

Métodos de conservación en los biobancos microbianos

Como se examinó en detalle en el capítulo 4, los biobancos microbianos utilizan los siguientes métodos (Lima, 2025; Campbell et al., 2018):

• Crioconservación (−196 °C en nitrógeno líquido): el método más eficaz para el almacenamiento a largo plazo.
• Liofilización: para cepas estables de bacterias y levaduras.
• Resiembra periódica: para el almacenamiento a corto plazo de cultivos de trabajo.
• Almacenamiento bajo aceite mineral: para algunos hongos.
• Encapsulación en alginato: para células inmovilizadas.

Importancia de los biobancos microbianos

Los biobancos microbianos desempeñan un papel clave en (Lima, 2025):

• Diagnóstico: cepas de referencia para la identificación de patógenos.
• Control biológico: cepas de antagonistas para la lucha contra plagas y enfermedades.
• Industria: productores de antibióticos, enzimas, ácidos orgánicos y vitaminas.
• Ciencia: organismos modelo para la genética, la biología molecular y la evolución.
• Educación: cultivos didácticos para estudiantes.

Estandarización

La estandarización es un principio clave del biobancaje moderno. Sin normas comunes, es imposible garantizar la compatibilidad de datos y muestras entre diferentes instituciones, lo que es críticamente importante para la cooperación internacional (Campbell et al., 2018; Lima, 2025).

Principales normas en el ámbito del biobancaje:

• ISO 9001: sistemas de gestión de calidad.
• ISO 17025: acreditación de laboratorios de ensayo y calibración.
• ISO 20387: requisitos generales para el biobancaje.
• ISBER Best Practices: recomendaciones de la Sociedad Internacional de Repositorios Biológicos y Ambientales (ISBER), que abarcan todos los aspectos de la gestión de un biobanco: desde los requisitos organizativos hasta las cuestiones éticas y legales (Campbell et al., 2018).

ISBER Best Practices (cuarta edición, 2018) incluye las siguientes secciones (Campbell et al., 2018):

• Desarrollo del repositorio, requisitos organizativos, personal.
• Financiación, gestión de costos.
• Gestión de las instalaciones físicas: seguridad, seguridad contra incendios, preparación para emergencias, equipo de almacenamiento.
• Embalaje y transporte de muestras.
• Gestión de la calidad: procedimientos operativos estándar (SOP), validación de métodos, auditorías.
• Seguridad y requisitos reglamentarios.
• Formación, documentación, registros.
• Recolección de muestras.
• Aspectos jurídicos y éticos.
• Intercambio y distribución de muestras y datos.

Control de calidad

El control de calidad en el biobancaje incluye (Campbell et al., 2018; Astrin et al., 2013):

1. Control de calidad de las muestras. Verificación de la integridad, la viabilidad (para cultivos vivos), el grado de degradación del ADN/ARN, la ausencia de contaminación.

2. Control de calidad de los datos. Exactitud y exhaustividad de los metadatos asociados a las muestras: identificación taxonómica, lugar y fecha de recolección, condiciones de almacenamiento, resultados de caracterización.

3. Control de calidad de los procesos. Validación de los métodos de almacenamiento, verificación regular del equipo, cumplimiento de los SOP, formación del personal.

4. Trazabilidad. Posibilidad de rastrear la historia de cada muestra: desde la recolección hasta la distribución, incluidas todas las manipulaciones, movimientos y cambios.

5. Auditoría y acreditación. Auditorías internas y externas regulares para confirmar el cumplimiento de las normas.

Aspectos éticos y legales

El biobancaje está regulado por una serie de normas legales internacionales y nacionales (Campbell et al., 2018; FAO, 2007; Lima, 2025):

1. Convenio sobre la Diversidad Biológica (CDB). Adoptado en 1992 en la Cumbre de la Tierra de Río de Janeiro. Establece tres objetivos principales: la conservación de la diversidad biológica, la utilización sostenible de sus componentes y la participación justa y equitativa en los beneficios derivados de la utilización de los recursos genéticos. El artículo 15 reconoce los derechos soberanos de los Estados sobre sus recursos naturales y establece que el acceso a los recursos genéticos se realiza sobre la base de términos mutuamente acordados y con consentimiento fundamentado previo (FAO, 2007; Mattoo, 2017).

2. Protocolo de Nagoya. Adoptado en 2010, entró en vigor en 2014. Regula el acceso a los recursos genéticos y la distribución de los beneficios derivados de su utilización. Establece que los países proveedores tienen derecho a exigir una participación justa y equitativa en los beneficios derivados de la utilización de sus recursos genéticos. El Protocolo se aplica a los recursos genéticos cubiertos por el CDB, pero no a los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura, que se rigen por el ITPGRFA (Mattoo, 2017; FAO, 2007).

3. Tratado Internacional sobre los Recursos Fitogenéticos para la Alimentación y la Agricultura (ITPGRFA). Adoptado en 2001, entró en vigor en 2004. Establece un sistema multilateral de acceso a los recursos genéticos de 35 cultivos alimentarios principales y 29 cultivos forrajeros (64 en total) enumerados en el Anexo I. El acceso se realiza sobre la base del Acuerdo Normalizado de Transferencia de Material (SMTA). El Tratado reconoce los derechos de los agricultores y establece mecanismos de distribución de beneficios (FAO, 2007; Mattoo, 2017).

4. Convención sobre Armas Biológicas. Prohíbe el desarrollo, la producción y el almacenamiento de armas biológicas. Regula el acceso, la transferencia y el uso de microorganismos, exigiendo el cumplimiento de medidas de bioseguridad y bioprotección (Lima, 2025).

5. Leyes nacionales. Muchos países han adoptado leyes nacionales que regulan el acceso a los recursos genéticos, su uso y la distribución de beneficios. Por ejemplo, en Brasil existe una ley sobre el acceso al patrimonio genético, en la India, la Ley de Diversidad Biológica (2002), en Costa Rica, la Ley de Biodiversidad (FAO, 2007).

6. Derechos de los pueblos indígenas. El CDB y el Protocolo de Nagoya reconocen los derechos de las comunidades indígenas y locales sobre sus conocimientos tradicionales asociados a los recursos genéticos. Se requiere el consentimiento fundamentado previo de las comunidades para el acceso a dichos conocimientos y una distribución justa y equitativa de los beneficios derivados de su utilización (FAO, 2007).

Problemas y desafíos del biobancaje

El biobancaje moderno se enfrenta a una serie de problemas (Campbell et al., 2018; Paton et al., 2025; Mattoo, 2017):

1. Financiación. El almacenamiento a largo plazo de muestras requiere recursos significativos: equipo, personal, energía, mantenimiento. Muchos biobancos carecen de financiación, lo que pone en peligro la conservación de las colecciones.

2. Estandarización. A pesar de la existencia de normas internacionales, su implementación sigue siendo desigual. Diferentes biobancos utilizan métodos, formatos de datos y terminología diferentes, lo que dificulta la integración y el intercambio.

3. Interoperabilidad de los datos. Para el uso eficaz de datos de diferentes fuentes se necesita la interoperabilidad de las bases de datos. Esto requiere el desarrollo de normas comunes de metadatos y protocolos de intercambio.

4. Complejidades legales y éticas. El Protocolo de Nagoya y las leyes nacionales crean un sistema regulatorio complejo que puede dificultar la investigación científica y el intercambio de muestras. Esto es especialmente cierto en el caso de los países ricos en biodiversidad, que temen la «biopiratería»: el uso ilegal de sus recursos genéticos.

5. Problemas técnicos. La degradación del ADN, la pérdida de viabilidad de los cultivos, la contaminación y la inestabilidad genética requieren un control constante y la mejora de los métodos.

6. Digitalización. La conversión de las colecciones a formato digital requiere recursos significativos, pero abre nuevas oportunidades para el acceso y el uso de los datos. Sin embargo, no todas las colecciones pueden digitalizarse por igual, lo que crea desigualdad en el acceso a la información (Paton et al., 2025).

7. Bioseguridad. El almacenamiento de microorganismos patógenos requiere estrictas medidas de bioseguridad para prevenir la liberación accidental o intencional.

Reproducibilidad

La reproducibilidad es un principio fundamental de la ciencia. Los resultados de cualquier investigación deben ser verificables por investigadores independientes. En sistemática y taxonomía, esto significa que los ejemplares sobre los que se basaron las conclusiones deben estar disponibles para un nuevo examen (Astrin et al., 2013; Stuessy, 2009).

Si un investigador afirma haber descubierto una nueva especie, debe designar un ejemplar tipo que sirva como patrón para esa especie. Si un investigador realiza un análisis filogenético, debe indicar qué ejemplares se utilizaron para la extracción de ADN, para que otros puedan repetir el análisis y verificar los resultados (Soltis et al., 1998).

Sin vouchers, las publicaciones científicas se convierten en afirmaciones indemostrables. Por eso la mayoría de las revistas científicas exigen la indicación de ejemplares voucher para todos los taxones incluidos en un estudio (Goldblatt et al., 1992, citado en Soltis et al., 1998).

Verificación

Los vouchers permiten verificar la exactitud de la identificación taxonómica. Incluso los sistemáticos experimentados pueden cometer errores al identificar especies, especialmente en grupos complejos donde las especies difieren por caracteres microscópicos o donde existe una variabilidad intraespecífica significativa (Judd et al., 2018).

Si un ejemplar se conserva en una colección, cualquier especialista puede estudiarlo posteriormente y confirmar o refutar la identificación. Esto es especialmente importante en los casos en que los resultados de la investigación suscitan dudas o contradicen otros datos (Astrin et al., 2013).

Por ejemplo, si un investigador informa del hallazgo de una especie rara en una nueva localidad, el ejemplar voucher permite a los expertos comprobar si realmente es esa especie o si se trata de una especie cercana mal identificada. Sin un voucher, tal afirmación queda sin verificar (Stuessy, 2009).

Investigaciones futuras

Los vouchers no son solo una herramienta para verificar investigaciones pasadas, sino también un recurso para el futuro. Las tecnologías se desarrollan, y las muestras recolectadas hoy pueden utilizarse para análisis mediante métodos que aún no existen (Paton et al., 2025).

Por ejemplo, los ejemplares de herbario recolectados hace cien años se utilizan hoy para la extracción de ADN y el análisis genómico, métodos que sus colectores no podrían haber imaginado. De manera similar, las muestras recolectadas hoy pueden utilizarse en el futuro para el análisis de isótopos estables, la metabolómica, la proteómica y otros métodos emergentes (Soltis et al., 1998; Paton et al., 2025).

Los vouchers también sirven como fuente de datos para investigaciones sobre el cambio climático, la ecología, la evolución y la biología de la conservación. Por ejemplo, el estudio de ejemplares de herbario permite evaluar los cambios en las fechas de floración de las plantas asociados al calentamiento climático (Paton et al., 2025).

Patrones de comparación

Cuando un especialista se enfrenta a una muestra desconocida, la compara con ejemplares de referencia de una colección de referencia. Esto puede ser una comparación visual de caracteres morfológicos, un análisis microscópico, métodos moleculares o una combinación de enfoques (Judd et al., 2018).

Por ejemplo, al diagnosticar hongos fitopatógenos, un micólogo compara un aislado desconocido con cultivos tipo de la colección CBS o ATCC. Al identificar insectos plaga, un entomólogo compara la muestra con ejemplares de referencia de un museo. En investigaciones cuarentenarias, un especialista compara una muestra sospechosa con patrones de especies cuarentenarias (Hauser & Riede, 2015; Lima, 2025).

Tipos de colecciones de referencia

Las colecciones de referencia pueden ser:

• Taxonómicas: organizadas según un principio sistemático (herbarios, museos zoológicos, colecciones de cultivos).
• Diagnósticas: colecciones especializadas para fines concretos (por ejemplo, colecciones de fitopatógenos, especies cuarentenarias, plagas agrícolas).
• De referencia: colecciones utilizadas para enseñanza y consulta (colecciones didácticas, conjuntos de demostración).

Importancia de las colecciones de referencia para la agroesfera

En la agroesfera, las colecciones de referencia desempeñan un papel críticamente importante:

Diagnóstico de enfermedades de las plantas. Los fitopatólogos utilizan colecciones de referencia para identificar patógenos. Por ejemplo, cuando se encuentra un hongo desconocido en trigo, un especialista lo compara con cultivos de referencia de Fusarium, Puccinia, Septoria y otros géneros (Alexopoulos et al., 1996).

Diagnóstico de plagas. Los entomólogos utilizan colecciones de referencia para identificar insectos plaga. Esto es especialmente importante para las especies cuarentenarias, que pueden causar enormes daños a la agricultura (Hauser & Riede, 2015).

Control de calidad de preparados biológicos. Los fabricantes de bioplaguicidas y biofertilizantes utilizan cepas de referencia para el control de calidad de los productos. Por ejemplo, en la producción de preparados a base de Bacillus thuringiensis, es necesario asegurarse de que la cepa utilizada corresponde al patrón (Lima, 2025).

Fitomejoramiento. Los fitomejoradores utilizan colecciones de referencia para comparar nuevas variedades con las existentes, para buscar fuentes de genes de resistencia a enfermedades y plagas, y para evaluar la diversidad genética (Ellis et al., 2020).

Exhaustividad

Un ejemplar voucher debe ser suficientemente completo para garantizar la posibilidad de identificación taxonómica. Los requisitos difieren para los distintos grupos de organismos (Judd et al., 2018; McGavin & Davranoglou, 2022):

Plantas. Un ejemplar de herbario debe incluir flores, frutos, hojas y, si es posible, raíces y otras partes subterráneas. Para árboles y arbustos es suficiente una rama con hojas y órganos reproductivos.

Insectos. El ejemplar debe estar completo, con alas, patas, antenas y genitalia conservadas (si son necesarias para la identificación). Para insectos pequeños, a menudo se requiere la preparación de portaobjetos.

Hongos. El cuerpo fructífero debe conservarse completo, con notas sobre el color, el olor y el hábitat. Para cultivos microbiológicos: un cultivo puro con identificación confirmada.

Muestras moleculares. El tejido debe ser suficiente para la extracción de ADN/ARN, estar correctamente conservado (gel de sílice, etanol, congelación) y estar vinculado a un voucher morfológico (Astrin et al., 2013).

Etiquetado

La etiqueta es una parte críticamente importante de un ejemplar voucher. Sin una etiqueta completa, un ejemplar pierde su valor científico. La etiqueta debe contener (Judd et al., 2018; Pandey & Kasana, 2021):

• Nombre científico (con indicación del autor).
• Familia/género.
• Localización (país, región, coordenadas).
• Fecha de recolección.
• Colector (nombre y número).
• Hábitat (tipo de vegetación, altitud sobre el nivel del mar, especies asociadas).
• Datos adicionales (color de las flores, olor, dimensiones, características ecológicas).

Para las muestras moleculares, la etiqueta debe incluir además (Astrin et al., 2013):

• Identificador único de la muestra.
• Vínculo con el voucher morfológico (número de hoja de herbario, número en la colección zoológica).
• Método de conservación (gel de sílice, etanol, congelación).
• Fecha y lugar de extracción del ADN.
• Información sobre los permisos de recolección y uso.

Accesibilidad

Los ejemplares voucher deben ser accesibles para su estudio. Esto significa que deben conservarse en una colección reconocida (herbario, museo, biobanco) que garantice:

• Conservación a largo plazo de los ejemplares.
• Catalogación y registro.
• Proporcionar acceso a los investigadores (visita personal, préstamo, imágenes digitales).
• Cumplimiento de las normas legales y éticas (Protocolo de Nagoya, leyes nacionales).

Las colecciones que no proporcionan acceso a los ejemplares no pueden considerarse repositorios de vouchers de pleno derecho. La opción ideal es el depósito de vouchers en grandes colecciones reconocidas internacionalmente que dispongan de la infraestructura para el almacenamiento, la catalogación y el acceso (Astrin et al., 2013; Paton et al., 2025).

Vínculo entre datos moleculares y morfología

Un ejemplar voucher proporciona el vínculo entre los datos moleculares (secuencias de ADN) y los caracteres morfológicos (que se utilizan para la identificación taxonómica). Esto es especialmente importante cuando:

• La identificación morfológica suscita dudas.
• La especie fue identificada incorrectamente.
• La muestra representa una especie críptica.
• Es necesario verificar los resultados del análisis filogenético.

Soltis et al. (1998) subrayan que los sistemáticos moleculares «con demasiada frecuencia han sido irresponsables a la hora de documentar las fuentes del material utilizado en la investigación y de proporcionar ejemplares que sirvan como registros permanentes de las plantas incluidas en el estudio». Hacen un llamamiento al «depósito responsable de vouchers» y recuerdan que revistas como Annals of the Missouri Botanical Garden y Systematic Botany exigen la presentación de información sobre los vouchers como condición para la publicación.

El problema de las secuencias «sin voucher»

En bases de datos como GenBank, a menudo falta información sobre los vouchers. Esto crea un problema para los investigadores que quieren utilizar estas secuencias en sus análisis. Sin un voucher, es imposible verificar la identificación taxonómica de una secuencia, y su uso puede conducir a conclusiones erróneas (Astrin et al., 2013; Paton et al., 2025).

Paton et al. (2025) señalan que, aunque unas 215 000 muestras de plantas vasculares tienen datos en el European Nucleotide Archive, solo el 11 % de 23 761 especies tienen ejemplares voucher registrados. Esto significa que para la mayoría de las secuencias falta el vínculo con un ejemplar físico.

Recomendaciones para el voucher de muestras moleculares

Para garantizar la calidad de la investigación molecular se recomienda (Astrin et al., 2013; Soltis et al., 1998):

1. Depositar un voucher morfológico en una colección reconocida.

2. Vincular la muestra molecular al voucher morfológico mediante identificadores únicos.

3. Indicar la información del voucher en las publicaciones y bases de datos.

4. Conservar muestras de tejido en biobancos para análisis futuros.

5. Cumplir las normas de documentación y control de calidad.

El principio del diagnóstico por patrón

El diagnóstico es el proceso de determinar la pertenencia taxonómica de una muestra desconocida. El diagnóstico se basa en la comparación de la muestra desconocida con ejemplares de referencia de una colección de referencia. Esto puede ser una comparación visual de caracteres morfológicos, un análisis microscópico, métodos moleculares o una combinación de enfoques (Judd et al., 2018; Hauser & Riede, 2015).

El proceso de diagnóstico incluye varias etapas:

1. Recolección de la muestra: obtención del material para la identificación.

2. Análisis preliminar: descripción de los caracteres morfológicos, anatómicos y moleculares.

3. Comparación con los patrones: cotejo de los caracteres de la muestra con los de los ejemplares de referencia.

4. Identificación: asignación de un nombre taxonómico a la muestra.

5. Verificación: confirmación de la identificación por un experto o mediante métodos adicionales.

Sin colecciones de referencia, el diagnóstico preciso es imposible, especialmente para especies que difieren por caracteres microscópicos o que tienen una variabilidad intraespecífica significativa (Hauser & Riede, 2015).

Diagnóstico de enfermedades de las plantas

En fitopatología, las colecciones de cultivos de microorganismos desempeñan un papel clave. Cuando una planta muestra síntomas de enfermedad, es necesario identificar el patógeno. Para ello, el patógeno se aísla en cultivo puro y se compara con cepas de referencia de una colección (Alexopoulos et al., 1996; Lima, 2025).

Por ejemplo, cuando se encuentra un hongo desconocido en trigo, un fitopatólogo lo compara con cultivos de referencia de Fusarium, Puccinia, Septoria y otros géneros. Para la identificación de la especie pueden utilizarse caracteres morfológicos (forma de las esporas, color de la colonia, velocidad de crecimiento), pruebas fisiológicas (capacidad de asimilar diversas fuentes de carbono) y métodos moleculares (secuenciación de ITS, TEF1α y otros marcadores) (Alexopoulos et al., 1996).

Las colecciones de cultivos, como CBS (Países Bajos), ATCC (EE. UU.) y VKM (Rusia), proporcionan cepas de referencia para el diagnóstico. Estas cepas se caracterizan por caracteres morfológicos, fisiológicos y moleculares, lo que garantiza la precisión de la identificación (Lima, 2025).

Ejemplo: diagnóstico de micotoxinas. Algunas especies de Fusarium producen micotoxinas (fumonisinas, tricotecenos) peligrosas para el ser humano y los animales. Para identificar cepas toxigénicas es necesario no solo determinar la especie, sino también confirmar la capacidad de producir toxinas. Las cepas toxigénicas de referencia de una colección permiten realizar un análisis comparativo y confirmar la presencia de genes responsables de la síntesis de toxinas (Alexopoulos et al., 1996).

Diagnóstico de plagas

En entomología, las colecciones de insectos sirven como base para la identificación de plagas. Cuando un agricultor descubre un insecto desconocido en su campo, puede enviar la muestra a un centro de diagnóstico, donde los especialistas la compararán con ejemplares de referencia de una colección (Hauser & Riede, 2015; McGavin & Davranoglou, 2022).

La identificación de insectos a menudo requiere un análisis microscópico: estudio de la genitalia, las alas, las antenas y las setas. Para muchos grupos (por ejemplo, Diptera, Hymenoptera, Lepidoptera), la identificación precisa es imposible sin disección y comparación con ejemplares de referencia. Las colecciones proporcionan tales patrones y garantizan la posibilidad de comparación (McGavin & Davranoglou, 2022).

Ejemplo: identificación de especies cuarentenarias. Cuando se encuentra un insecto desconocido en un cargamento de frutas importadas, es necesario determinar rápidamente si es cuarentenario. Los patrones de colección permiten realizar tal identificación de manera rápida y precisa. Por ejemplo, para identificar moscas de la fruta (Tephritidae) se utilizan ejemplares de referencia de colecciones que incluyen todas las principales especies cuarentenarias (Hauser & Riede, 2015).

Diagnóstico molecular

El diagnóstico moderno utiliza cada vez más métodos moleculares: secuenciación de ADN, PCR con cebadores específicos de especie, código de barras de ADN. Las colecciones sirven como fuente de ejemplares voucher y secuencias de referencia para el diagnóstico molecular (Astrin et al., 2013; Soltis et al., 1998).

El código de barras de ADN es un método de identificación de especies basado en la secuencia de una región corta y estandarizada del ADN (para animales, COI; para plantas, rbcL y matK; para hongos, ITS). La base de datos BOLD (Barcode of Life Data System) contiene millones de secuencias de referencia vinculadas a ejemplares voucher. Para identificar una muestra desconocida, basta con extraer el ADN, secuenciar la región del código de barras y compararla con la base de datos de referencia (Ratnasingham & Hebert, 2007).

Sin embargo, para que la base de datos BOLD sea fiable, cada secuencia debe estar vinculada a un ejemplar voucher correctamente identificado conservado en una colección reconocida. Sin tal vínculo, es imposible verificar la identificación taxonómica, y la base de datos pierde su valor (Ratnasingham & Hebert, 2007; Astrin et al., 2013).

Los parientes silvestres como fuente de genes

Una de las direcciones más importantes del uso de las colecciones en el fitomejoramiento es la búsqueda de parientes silvestres de las plantas cultivadas: fuentes de genes de resistencia a enfermedades, plagas, sequía, frío y otros estreses. Las especies silvestres a menudo poseen caracteres que se perdieron durante la domesticación y pueden utilizarse para mejorar las variedades cultivadas (Ellis et al., 2020; Mattoo, 2017).

Ejemplo: tomate. El tomate cultivado (Solanum lycopersicum) contiene menos del 5 % de la diversidad genética de sus parientes silvestres (Miller & Tanksley, 1990, citado en Mattoo, 2017). Las especies silvestres de tomate, como S. pimpinellifolium, S. habrochaites, S. peruvianum, son fuentes de genes de resistencia a enfermedades (virales, fúngicas, bacterianas), plagas, así como de genes que aumentan el contenido de nutrientes (Mattoo, 2017).

Las colecciones de tomate, como la colección de AVRDC (8566 accesiones), incluyen 812 accesiones de parientes silvestres, entre las cuales S. pimpinellifolium (330 accesiones), S. peruvianum (133), S. habrochaites (151). Estas accesiones se utilizan activamente en programas de fitomejoramiento de todo el mundo (Mattoo, 2017).

Ejemplo: papa. Los parientes silvestres de la papa (Solanum sección Petota) son fuentes de genes de resistencia al tizón tardío (Phytophthora infestans), la marchitez bacteriana (Ralstonia solanacearum), los nematodos, así como de genes de tolerancia a la sequía y al frío. Por ejemplo, S. demissum es una fuente de 11 genes de resistencia al tizón tardío, S. acaule es una fuente de resistencia al frío, S. chacoense es una fuente de resistencia al escarabajo de la patata (Ellis et al., 2020).

Los bancos de genes de papa, como el CIP (Perú), el VIR (Rusia) y el USDA-ARS (EE. UU.), conservan miles de accesiones de especies silvestres y las proporcionan para programas de fitomejoramiento. Sin estas colecciones, la búsqueda de fuentes de resistencia sería imposible (Ellis et al., 2020).

Evaluación de la diversidad genética

Las colecciones sirven como base para evaluar la diversidad genética de las plantas cultivadas y sus parientes silvestres. Los marcadores moleculares (SSR, SNP, AFLP) permiten evaluar la estructura genética de las poblaciones, identificar alelos únicos y determinar los centros de origen y domesticación (Ellis et al., 2020; Mattoo, 2017).

Ejemplo: análisis SNP de la papa. Los estudios con chips de SNP (Infinium 12K V2 Potato Array) permitieron genotipar miles de accesiones de papa de la colección del CIP e identificar genotipos únicos, duplicados y posibles híbridos. Estos datos se utilizan para optimizar las colecciones, seleccionar líneas parentales para cruzamientos y realizar mapeo asociativo de caracteres (Ellis et al., 2020).

Ejemplo: evaluación de la diversidad del tomate. Los estudios con marcadores SSR mostraron que la diversidad genética del tomate disminuye desde las especies silvestres hasta las variedades locales y las variedades modernas. Esto subraya la importancia de conservar los parientes silvestres y las variedades locales en los bancos de genes para futuros programas de fitomejoramiento (Mattoo, 2017).

Fenotipado y búsqueda de caracteres valiosos

Las colecciones proporcionan material para el fenotipado: evaluación de caracteres morfológicos, fisiológicos y bioquímicos. Esto permite identificar accesiones con caracteres valiosos: resistencia a enfermedades, alto rendimiento, calidad del fruto, contenido de nutrientes (Ellis et al., 2020; Mattoo, 2017).

Ejemplo: resistencia al tizón tardío. La evaluación de la resistencia a Phytophthora infestans en una colección de especies silvestres de papa identificó accesiones con un alto nivel de resistencia. Por ejemplo, en tres accesiones de S. orophilum, la resistencia fue del 100 %, 98 % y 96 % (Perez et al., 2001, citado en Ellis et al., 2020). Estas accesiones se utilizaron en programas de fitomejoramiento para crear variedades resistentes.

Ejemplo: contenido de nutrientes. La evaluación del contenido de β-caroteno, ácido ascórbico y licopeno en una colección de tomate identificó accesiones con un contenido elevado de estos compuestos. Estas accesiones se utilizan para crear variedades con un valor nutricional mejorado (Mattoo, 2017).

Importancia de la cuarentena

La cuarentena vegetal es un sistema de medidas destinadas a prevenir la introducción y propagación de plagas cuarentenarias (insectos, patógenos, malas hierbas) que pueden dañar la agricultura y el medio ambiente. La identificación de los objetos cuarentenarios es una etapa clave de las medidas de cuarentena (Hauser & Riede, 2015; Mattoo, 2017).

Al importar productos vegetales, es necesario asegurarse de que no contengan objetos cuarentenarios. Las colecciones sirven como patrones de comparación para la identificación de especies cuarentenarias. Esto es especialmente importante para especies que son difíciles de distinguir morfológicamente pero que tienen estatus cuarentenarios diferentes (Hauser & Riede, 2015).

Ejemplos de objetos cuarentenarios

Fitoplasmas y viroides. Para el diagnóstico de fitoplasmas cuarentenarios (por ejemplo, Candidatus Liberibacter spp.) y viroides (por ejemplo, PSTVd — potato spindle tuber viroid) se utilizan métodos moleculares (PCR, RT-PCR). Las secuencias de referencia y los ejemplares voucher de las colecciones garantizan la precisión del diagnóstico (Mattoo, 2017).

Viroides de solanáceas. Los pospiviroides son moléculas de ARN nocivas para los cultivos de solanáceas (tomate, pimiento, papa). Para el diagnóstico se utiliza RT-PCR seguida de secuenciación. Las colecciones proporcionan muestras de referencia para validar los métodos y confirmar la identificación (Mattoo, 2017).

Insectos plaga. Muchas especies de moscas de la fruta (Tephritidae), tortrícidos (Tortricidae) y escarabajos de la corteza (Scolytinae) son objetos cuarentenarios. Para su identificación se utilizan caracteres morfológicos y marcadores moleculares. Las colecciones de insectos proporcionan ejemplares de referencia para la comparación (Hauser & Riede, 2015).

Problemas del diagnóstico cuarentenario

El diagnóstico cuarentenario se enfrenta a una serie de problemas:

• Especies crípticas: especies morfológicamente indistinguibles pero genéticamente distintas y con estatus cuarentenarios diferentes.
• Falta de ejemplares de referencia: para algunas especies cuarentenarias, los ejemplares de referencia pueden estar ausentes o no estar disponibles.
• Variabilidad: la variabilidad intraespecífica puede dificultar la identificación.
• Velocidad: las inspecciones cuarentenarias deben realizarse rápidamente para no retrasar las importaciones.

Para resolver estos problemas se desarrollan métodos de diagnóstico molecular, se crean colecciones de referencia especializadas y se forma a los especialistas (Mattoo, 2017; Hauser & Riede, 2015).

¿Qué es el control biológico?

El control biológico (biocontrol) es el uso de organismos vivos (depredadores, parasitoides, antagonistas, patógenos) para suprimir plagas y enfermedades de los cultivos agrícolas. El biocontrol es una alternativa a los plaguicidas químicos y tiene una serie de ventajas: seguridad ambiental, especificidad, ausencia de resistencia (Lima, 2025; Hauser & Riede, 2015).

Las colecciones desempeñan un papel clave en el biocontrol, ya que sirven como fuente de cepas de antagonistas y entomófagos, así como patrones para su identificación.

Antagonistas de fitopatógenos

Los antagonistas son microorganismos que suprimen el crecimiento y el desarrollo de los fitopatógenos. Los mecanismos de antagonismo incluyen la competencia por los nutrientes, la producción de antibióticos, el parasitismo y la inducción de la resistencia de las plantas (Lima, 2025; Alexopoulos et al., 1996).

Ejemplo: Trichoderma. Los hongos del género Trichoderma son uno de los antagonistas más estudiados. Suprimen el crecimiento de muchos hongos fitopatógenos (Rhizoctonia, Pythium, Fusarium, Botrytis) mediante la producción de enzimas líticas (quitinasas, glucanasas), antibióticos y micoparasitismo directo. Las colecciones de cultivos de Trichoderma (por ejemplo, en CBS, ATCC, VKM) conservan cepas con alta actividad antagonista, que se utilizan para la producción de preparados biológicos (Lima, 2025).

Ejemplo: Bacillus subtilis. Las bacterias Bacillus subtilis producen antibióticos (surfactina, iturina) y enzimas líticas que suprimen el crecimiento de fitopatógenos. Las cepas de B. subtilis de las colecciones se utilizan para crear bioplaguicidas (Lima, 2025).

Entomófagos y parasitoides

Los entomófagos son organismos que se alimentan de insectos plaga. Incluyen depredadores (mariquitas, crisopas, arañas) y parasitoides (avispas icneumónidas, taquínidos). Las colecciones de insectos sirven como fuente de entomófagos para programas de biocontrol (Hauser & Riede, 2015; McGavin & Davranoglou, 2022).

Ejemplo: Trichogramma. Las avispas del género Trichogramma son parasitoides de los huevos de muchas plagas (noctuidos, carpocapsas, tortrícidos). Se utilizan ampliamente en el biocontrol. Las colecciones de Trichogramma conservan especies y cepas con diferente especificidad y eficacia, lo que permite seleccionar los agentes óptimos para condiciones concretas (Hauser & Riede, 2015).

Ejemplo: Encarsia formosa. La avispa Encarsia formosa es un parasitoides de la mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum), una plaga peligrosa de los cultivos de invernadero. Esta especie se utiliza ampliamente en invernaderos de todo el mundo. Las colecciones conservan cepas de E. formosa para su producción y distribución (Hauser & Riede, 2015).

Problemas del biocontrol

El biocontrol se enfrenta a una serie de problemas:

• Especificidad: algunos agentes de biocontrol pueden atacar especies no objetivo.
• Eficacia: la eficacia del biocontrol puede variar según las condiciones.
• Producción: la producción masiva de agentes de biocontrol puede ser compleja y costosa.
• Regulación: la importación y el uso de agentes de biocontrol están regulados por normas nacionales e internacionales.

Las colecciones ayudan a resolver estos problemas proporcionando cepas de referencia para la identificación, la evaluación de la especificidad y el control de calidad (Lima, 2025; Hauser & Riede, 2015).

Importancia de la conservación ex situ

La conservación ex situ es la conservación de la diversidad biológica fuera de los hábitats naturales, en condiciones controladas (bancos de genes, biobancos, jardines botánicos, zoológicos). La conservación ex situ es un seguro contra la extinción de especies en la naturaleza y proporciona acceso al material genético para la investigación, el fitomejoramiento y la restauración de poblaciones (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Según las estimaciones, el 20 % de las especies de plantas están en peligro de extinción (Jansky et al., 2013, citado en Ellis et al., 2020). Para muchas de ellas, la conservación ex situ es la única posibilidad de supervivencia. Los bancos de genes conservan semillas, tejidos y ADN; los jardines botánicos, plantas vivas; los biobancos, muestras criopreservadas (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Ejemplos de conservación ex situ

Svalbard Global Seed Vault. La Bóveda Global de Semillas de Svalbard es la «última línea de defensa» para las colecciones de semillas del mundo. Contiene accesiones duplicadas de bancos de genes de todo el mundo y se activa solo en caso de pérdida de los originales. A finales de 2017, la SGSV contenía casi 900 000 accesiones de semillas, incluidas 136 especies de papa silvestre (Ellis et al., 2020; FAO, 2007).

Criobancos de plantas. La crioconservación (almacenamiento en nitrógeno líquido a −196 °C) se utiliza para la conservación a largo plazo de meristemos, semillas y embriones. Por ejemplo, el CIP conserva más de 2500 accesiones de papa en un criobanco, lo que garantiza su conservación durante décadas (Ellis et al., 2020).

Biobancos de animales. La crioconservación de esperma, óvulos y embriones se utiliza para conservar el material genético de razas raras. Por ejemplo, en los Países Bajos se ha creado el Genebank for Animals, que conserva material de razas en peligro de ganado bovino, ovino, caprino y equino. El programa Native Red and White Friesian Cattle restauró la raza a partir de 21 individuos (4 machos y 17 hembras) hasta 256 hembras registradas y 12 machos (FAO, 2007).

Restauración de poblaciones

Las colecciones ex situ se utilizan para la restauración de poblaciones de especies que han desaparecido en la naturaleza. Por ejemplo, el programa de repatriación de papa en Perú devolvió variedades tradicionales (variedades locales) a comunidades indígenas que las habían perdido. Se devolvieron más de 6000 accesiones a 89 comunidades, lo que permitió restaurar los sistemas agrícolas tradicionales y mejorar la seguridad alimentaria (Ellis et al., 2020).

Ejemplo: ganado de Enderby Island. La raza de ganado Enderby Island fue restaurada a partir de células somáticas de la última vaca llamada «Lady». Tras intentos fallidos de inseminación artificial y MOET, los investigadores clonaron a «Lady» y obtuvieron descendencia. En 2002 nacieron dos terneros del apareamiento natural de novillas clonadas y un toro obtenido mediante FIV (FAO, 2007).

Problemas de la conservación ex situ

La conservación ex situ tiene una serie de limitaciones:

• Erosión genética: con un número reducido de individuos puede producirse una pérdida de diversidad genética.
• Adaptación: las condiciones ex situ pueden provocar la selección de caracteres no adaptativos en la naturaleza.
• Costo: el almacenamiento a largo plazo requiere recursos significativos.
• Cuestiones legales y éticas: el acceso a los recursos genéticos está regulado por el CDB, el Protocolo de Nagoya y el ITPGRFA.

A pesar de estas limitaciones, la conservación ex situ sigue siendo una herramienta importantísima para la conservación de la biodiversidad, complementando la conservación in situ (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Historia y disposiciones principales

El Convenio sobre la Diversidad Biológica (CDB) fue adoptado el 5 de junio de 1992 en la Cumbre de la Tierra de Río de Janeiro y entró en vigor el 29 de diciembre de 1993. En 2005 sus partes eran 188 Estados; actualmente, 193 partes. Los EE. UU. firmaron el Convenio en 1993, pero no lo ratificaron y siguen siendo un país no parte (Mattoo, 2017; FAO, 2007).

El CDB es el primer tratado global que reconoció que la conservación de la diversidad biológica es una «preocupación común de la humanidad» y una parte integral del desarrollo sostenible. El Convenio tiene tres objetivos principales, expuestos en el artículo 1 (FAO, 2007; Mattoo, 2017):

1. La conservación de la diversidad biológica.

2. La utilización sostenible de sus componentes.

3. La participación justa y equitativa en los beneficios derivados de la utilización de los recursos genéticos.

El tercer objetivo —la distribución de beneficios— fue revolucionario. Antes de la adopción del CDB, los recursos genéticos se consideraban «patrimonio de la humanidad» y eran libremente accesibles para todos. El CDB cambió este paradigma al reconocer los derechos soberanos de los Estados sobre sus recursos naturales (artículo 3). Esto significa que cada Estado tiene derecho a determinar las condiciones de acceso a los recursos genéticos que se encuentran dentro de su jurisdicción (Mattoo, 2017).

El artículo 15 del CDB establece los principios básicos del acceso a los recursos genéticos (FAO, 2007):

• El acceso se realiza sobre la base del consentimiento fundamentado previo (PIC) del país proveedor.
• El acceso se concede en términos mutuamente acordados (MAT).
• Los beneficios derivados de la utilización de los recursos genéticos deben distribuirse de manera justa y equitativa con el país proveedor.
• El acceso a los recursos genéticos está regulado por la legislación nacional.

El artículo 8(j) del CDB reconoce la importancia de los conocimientos tradicionales de las comunidades indígenas y locales asociados a la diversidad biológica y exige una distribución justa de los beneficios derivados de su utilización (FAO, 2007).

Programa de trabajo sobre la agrobiodiversidad

El CDB reconoce el carácter especial de la agrobiodiversidad. En las decisiones V/5 y II/15 de la Conferencia de las Partes (COP) se subraya el «carácter especial de la agrobiodiversidad, sus rasgos distintivos y los problemas que requieren soluciones distintivas» (FAO, 2007). El programa de trabajo sobre la agrobiodiversidad está dirigido a la conservación y el uso sostenible de los recursos genéticos importantes para la alimentación y la agricultura.

Protocolo de Cartagena sobre Bioseguridad

En 2000, el CDB se complementó con el Protocolo de Cartagena sobre Bioseguridad, que entró en vigor el 11 de septiembre de 2003. El Protocolo tiene por objeto proteger la diversidad biológica de los posibles riesgos asociados a los organismos vivos modificados (OVM) obtenidos mediante la biotecnología moderna (FAO, 2007).

El Protocolo establece un procedimiento de acuerdo fundamentado previo (AIA) para el movimiento transfronterizo de OVM. Los países tienen derecho a adoptar decisiones sobre la importación de OVM sobre la base del principio de precaución, incluso en ausencia de certeza científica plena sobre su seguridad. El Protocolo también tiene en cuenta las consideraciones socioeconómicas relacionadas con el impacto de los OVM en la diversidad biológica (FAO, 2007).

Para la agroesfera, el Protocolo de Cartagena es directamente relevante: regula la importación y el uso de organismos genéticamente modificados (OGM), que se utilizan ampliamente en la agricultura. Los especialistas deben conocer los requisitos del Protocolo al trabajar con OGM y sus productos derivados.

Historia y disposiciones principales

El Protocolo de Nagoya (Protocolo de Nagoya sobre Acceso a los Recursos Genéticos y Participación Justa y Equitativa en los Beneficios que se Deriven de su Utilización) fue adoptado en 2010 en Nagoya (Japón) y entró en vigor el 12 de octubre de 2014. En 2016 sus partes eran 70 Estados, otros 73 lo habían ratificado y 92 lo habían firmado (Mattoo, 2017). El Protocolo es un acuerdo complementario del CDB y establece reglas concretas para el acceso a los recursos genéticos y la distribución de beneficios (Mattoo, 2017; Lima, 2025).

El Protocolo de Nagoya desarrolla las disposiciones del artículo 15 del CDB, estableciendo requisitos más detallados:

• Consentimiento fundamentado previo (PIC) del país proveedor para el acceso a los recursos genéticos.
• Términos mutuamente acordados (MAT) que definen el procedimiento de acceso y distribución de beneficios.
• Distribución justa y equitativa de los beneficios: tanto monetarios (regalías, pagos) como no monetarios (transferencia de tecnología, participación en la investigación, formación).
• Consideración de los conocimientos tradicionales de las comunidades indígenas y locales.
• Establecimiento de puntos focales nacionales y autoridades nacionales competentes.

Ámbito de aplicación

El Protocolo de Nagoya se aplica a los recursos genéticos cubiertos por el CDB y a los conocimientos tradicionales asociados a ellos. Sin embargo, existe una excepción importante: los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura cubiertos por el Tratado Internacional (ITPGRFA) se rigen por ese Tratado, y no por el Protocolo de Nagoya, para los países que han ratificado el ITPGRFA (Mattoo, 2017; UNCTAD, 2014, citado en Mattoo, 2017).

Esta excepción tiene una enorme importancia práctica. Para los principales cultivos alimentarios incluidos en el Anexo I del ITPGRFA (trigo, arroz, maíz, papa, cebada y otros), el acceso se realiza a través del sistema multilateral del ITPGRFA, y no mediante acuerdos bilaterales del Protocolo de Nagoya. Esto simplifica significativamente el intercambio de muestras entre países (Mattoo, 2017).

Problemas de implementación

La implementación del Protocolo de Nagoya a nivel nacional ha encontrado una serie de problemas (Mattoo, 2017; Ellis et al., 2020):

• Interpretaciones diferentes: los países interpretan sus obligaciones de manera diferente, creando incertidumbre jurídica.
• Retrasos en la adopción de legislación nacional: muchos países no tienen leyes nacionales funcionales sobre acceso y distribución de beneficios.
• Complejidad de los procedimientos: la obtención de permisos para recolectar muestras puede tardar meses o años.
• Falta de mecanismos funcionales: en muchos países de América Latina, por ejemplo, no existe un mecanismo operativo para conceder permisos de recolección de germoplasma silvestre. Desde 2000, la recolección de germoplasma de papa para la conservación ex situ en los países de origen ha cesado prácticamente (Ellis et al., 2020).
• Temores a la «biopiratería»: los países proveedores temen que sus recursos se utilicen sin una compensación justa.

Para la comunidad científica, estos problemas crean obstáculos graves. Los investigadores señalan que «el nivel de politización de las cuestiones de los recursos genéticos y, por regla general, las normas de acceso y distribución de beneficios muy restrictivas a nivel de país como resultado del CDB» son uno de los principales factores que dificultan el acceso a la diversidad genética (Lopez-Noriega et al., 2013a, citado en Mattoo, 2017).

Historia y disposiciones principales

El Tratado Internacional sobre los Recursos Fitogenéticos para la Alimentación y la Agricultura (ITPGRFA) fue adoptado en 2001 en la 31.ª sesión de la Conferencia de la FAO y entró en vigor el 29 de junio de 2004, 90 días después de su ratificación por 40 Estados. Hasta la fecha, el Tratado ha sido ratificado por más de 130 países (Mattoo, 2017; FAO, 2007).

El ITPGRFA es el primer tratado internacional dedicado específicamente a la conservación y el uso sostenible de los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura. Sus objetivos (artículo 1) (FAO, 2007):

• La conservación y el uso sostenible de los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura.
• La distribución justa y equitativa de los beneficios derivados de su utilización.
• La coherencia con el CDB y la agricultura sostenible y la seguridad alimentaria.

Sistema multilateral de acceso y distribución de beneficios

El mecanismo clave del ITPGRFA es el Sistema Multilateral de Acceso y Distribución de Beneficios (MLS). En lugar de acuerdos bilaterales entre países proveedores y receptores, el MLS establece reglas uniformes para 64 cultivos alimentarios y forrajeros principales, enumerados en el Anexo I del Tratado (35 cultivos alimentarios y 29 forrajeros) (FAO, 2007; Mattoo, 2017).

Los países que han ratificado el ITPGRFA se comprometen a proporcionar acceso libre a los recursos genéticos de estos cultivos que se encuentran en sus colecciones ex situ. El acceso se realiza sobre la base del Acuerdo Normalizado de Transferencia de Material (SMTA), que define las condiciones de uso y distribución de beneficios (FAO, 2007; Mattoo, 2017).

Disposiciones clave del SMTA:

• El receptor no puede reclamar derechos de propiedad intelectual que limiten el acceso al material en la forma recibida.
• Si un producto desarrollado sobre la base del material recibido se comercializa, el receptor debe pagar una parte justa de los beneficios al fondo común, excepto en los casos en que el producto esté disponible sin restricciones para investigación y fitomejoramiento posteriores.
• La distribución de beneficios incluye el intercambio de información, el acceso a la tecnología y su transferencia, y el fortalecimiento de capacidades.

El ITPGRFA reconoce los derechos de los agricultores, que incluyen (FAO, 2007):

• La protección de los conocimientos tradicionales asociados a los recursos genéticos.
• El derecho a una participación justa en la distribución de beneficios.
• El derecho a participar en la adopción de decisiones a nivel nacional.
• El derecho a conservar, utilizar, intercambiar y vender semillas conservadas en las explotaciones.

Problemas del ITPGRFA

A pesar de los avances, el ITPGRFA se enfrenta a una serie de problemas (Mattoo, 2017):

• Cobertura limitada del Anexo I: muchos cultivos importantes (tomate, soja, pimiento, algodón) no están incluidos en el Anexo I, lo que limita el potencial del sistema multilateral. Según algunas estimaciones, la proporción de cultivos del Anexo I en las innovaciones de RFGAA está disminuyendo, mientras que los cultivos fuera del Anexo I atraen una proporción cada vez mayor de la investigación.
• Bajo nivel de pagos: los pagos obligatorios al fondo común son raros y difíciles de predecir. Esto se debe a que la mayoría de las innovaciones en variedades vegetales están protegidas por derechos de obtentor y no por patentes, y no están sujetas a pagos obligatorios.
• No participación de países clave: países como China y los EE. UU. no han ratificado el ITPGRFA, lo que limita la base de recursos del sistema.
• Insatisfacción de los países proveedores: muchos países en desarrollo están descontentos con el funcionamiento del mecanismo de distribución de beneficios y bloquean la ampliación del Anexo I hasta que se demuestren pagos reales de los usuarios (Mattoo, 2017).

Principios generales

La propiedad intelectual (PI) son los derechos concedidos a los innovadores para proteger sus invenciones y estimular la innovación. En el contexto de los recursos genéticos, la PI desempeña un doble papel: por un lado, estimula la investigación y el desarrollo; por otro, puede limitar el acceso a los recursos genéticos y a los conocimientos (FAO, 2007).

Principales formas de PI relevantes para los recursos genéticos (FAO, 2007):

• Patentes: derechos exclusivos sobre una invención durante un período determinado (generalmente 20 años).
• Derechos de obtentor (PBR): sistema sui generis de protección de nuevas variedades vegetales.
• Marcas comerciales: protección de nombres y símbolos asociados a productos.
• Indicaciones geográficas: protección de productos originarios de una localidad determinada.
• Secretos comerciales: protección de información confidencial.

Acuerdo sobre los ADPIC

El Acuerdo sobre los Aspectos de los Derechos de Propiedad Intelectual relacionados con el Comercio (ADPIC) de la Organización Mundial del Comercio (OMC) entró en vigor en enero de 1995 y establece normas mínimas de protección de la PI para los países miembros de la OMC (FAO, 2007).

Los ADPIC exigen que los países concedan patentes para cualquier invención, ya sea de producto o de procedimiento, en todos los campos de la tecnología, siempre que sean nuevas, impliquen una actividad inventiva y sean susceptibles de aplicación industrial. Sin embargo, el artículo 27.3(b) permite a los países excluir de la patentabilidad (FAO, 2007):

• Las plantas y los animales, excepto los microorganismos.
• Los procedimientos esencialmente biológicos para la producción de plantas o animales, excepto los procedimientos no biológicos y microbiológicos.

Al mismo tiempo, los países están obligados a proteger las variedades vegetales mediante patentes, o mediante un sistema sui generis eficaz (por ejemplo, los derechos de obtentor), o mediante una combinación de ambos.

Patentamiento de organismos vivos

El patentamiento de organismos vivos es uno de los temas más controvertidos en el ámbito de la PI. En los EE. UU., por ejemplo, desde 1980 (Diamond v. Chakrabarty) los microorganismos fueron reconocidos como patentables, y en 1987 (Ex Parte Allen) se estableció que no existen restricciones legales para patentar organismos superiores. En 1988 se concedió la primera patente sobre un animal: el «oncomouse» de la Universidad de Harvard (FAO, 2007).

En Europa, el Convenio sobre la Patente Europea (EPC) y la Directiva 98/44/CE permiten denegar patentes si su explotación es contraria al «orden público» o a la «moralidad». Sin embargo, la definición de estos conceptos sigue siendo compleja, y la patente sobre el «oncomouse» fue objeto de largas disputas jurídicas (FAO, 2007).

Para la agroesfera, el patentamiento de genes, marcadores y métodos de fitomejoramiento es directamente relevante. Por ejemplo, las patentes sobre genes asociados a la resistencia a enfermedades o a la productividad pueden limitar el acceso de los fitomejoradores a estos genes. Las patentes sobre métodos de fitomejoramiento pueden limitar el uso de determinadas tecnologías. Esto crea tensión entre el estímulo a la innovación y la garantía de acceso a los recursos genéticos (FAO, 2007).

Derechos de obtentor (PBR)

Los PBR son una forma de PI diseñada específicamente para proteger nuevas variedades vegetales. Los PBR conceden al obtentor el derecho exclusivo a multiplicar y vender la variedad protegida, pero al mismo tiempo contienen excepciones para el fitomejoramiento posterior y para que los agricultores conserven semillas (FAO, 2007).

La armonización internacional de los PBR la lleva a cabo la UPOV (Unión Internacional para la Protección de las Obtenciones Vegetales), fundada en 1961. La UPOV establece los criterios para conceder los PBR: novedad, distinción, homogeneidad y estabilidad (FAO, 2007).

Para la agroesfera, los PBR son importantes: estimulan el fitomejoramiento de nuevas variedades, pero pueden limitar el intercambio de recursos genéticos. El equilibrio entre la protección de los derechos de los obtentores y la garantía de acceso a la diversidad genética es objeto de debates en curso.

Convención sobre Armas Biológicas

La Convención sobre la Prohibición del Desarrollo, la Producción y el Almacenamiento de Armas Bacteriológicas (Biológicas) y Toxínicas y sobre su Destrucción (Convención sobre Armas Biológicas, CAB) fue adoptada en 1972 y entró en vigor en 1975. Prohíbe el desarrollo, la producción, el almacenamiento y la transferencia de agentes biológicos y toxinas con fines hostiles (Lima, 2025).

Para las colecciones de microorganismos, la CAB es directamente relevante: deben cumplir medidas de bioseguridad y bioprotección para prevenir el uso ilegal de las cepas almacenadas. Esto incluye (Lima, 2025):

• Evaluación de riesgos: identificación de cepas potencialmente peligrosas.
• Trazabilidad: documentación del origen y la transferencia de las cepas.
• Acuerdos de usuario: definición de las condiciones de uso de las cepas.
• Seguridad física: protección de los almacenes contra el acceso no autorizado.

Regulaciones nacionales de bioseguridad

Muchos países han adoptado leyes nacionales que regulan el trabajo con microorganismos patógenos. Estas leyes establecen requisitos para (Lima, 2025):

• La licencia de laboratorios que trabajan con patógenos.
• La formación del personal.
• El almacenamiento y transporte de patógenos.
• La notificación de incidentes.

Las colecciones de cultivos deben cumplir estas normas al adquirir, almacenar y distribuir cepas patógenas.

Doble uso (dual-use)

El doble uso es una situación en la que los resultados de la investigación pueden utilizarse tanto con fines pacíficos como hostiles. Muchos microorganismos almacenados en colecciones pueden utilizarse tanto para fines científicos e industriales como para la creación de armas biológicas (Lima, 2025).

Para prevenir el uso indebido, las colecciones deben (Lima, 2025):

• Realizar una evaluación de riesgos de doble uso.
• Restringir el acceso a cepas potencialmente peligrosas.
• Exigir a los usuarios el cumplimiento de normas éticas.
• Cooperar con las autoridades nacionales de bioseguridad.

Respeto de los derechos de los pueblos indígenas

El CDB y el Protocolo de Nagoya reconocen los derechos de las comunidades indígenas y locales sobre sus conocimientos tradicionales asociados a los recursos genéticos. Esto significa que (FAO, 2007):

• El acceso a los conocimientos tradicionales requiere el consentimiento fundamentado previo de la comunidad.
• Los beneficios derivados de la utilización de los conocimientos tradicionales deben distribuirse de manera justa.
• Las comunidades tienen derecho a participar en la adopción de decisiones.

Para los investigadores, esto significa la necesidad de una cooperación estrecha con las comunidades locales, el respeto de sus derechos y su cultura, y la garantía de una distribución justa de los beneficios.

Justicia y equidad

Los principios éticos del trabajo con recursos genéticos incluyen (FAO, 2007; Mattoo, 2017):

• Justicia: trato igualitario a todos los participantes, independientemente de su país, institución o estatus.
• Equidad: garantía de acceso a los recursos y beneficios para todas las partes interesadas.
• Transparencia: apertura de la información sobre el origen de los recursos, las condiciones de acceso y la distribución de beneficios.
• Responsabilidad: cumplimiento de las leyes y normas éticas.

Integridad científica

La integridad científica exige (Astrin et al., 2013; Soltis et al., 1998):

• Identificación precisa de las muestras e indicación de los vouchers.
• Documentación completa de los métodos y las fuentes del material.
• Intercambio abierto de datos y muestras dentro de las normas legales.
• Reconocimiento de la contribución de todos los participantes en la investigación.

Las violaciones de la integridad científica —falsificación de datos, identificación incorrecta, ocultación de información sobre el origen— socavan la confianza en la ciencia y pueden tener consecuencias graves.

Responsabilidad ante las generaciones futuras

La conservación de los recursos genéticos es una responsabilidad ante las generaciones futuras. No sabemos qué genes y caracteres necesitará la humanidad en el futuro para adaptarse al cambio climático, a nuevas enfermedades y a cambios en las preferencias de los consumidores. Por lo tanto, la conservación de la máxima diversidad genética es un imperativo ético (FAO, 2007; Ellis et al., 2020).

Esto significa que:

• Las colecciones deben conservarse a largo plazo, independientemente de la coyuntura política y económica actual.
• El acceso a los recursos genéticos debe garantizarse para las generaciones futuras.
• Es necesario documentar y conservar los conocimientos tradicionales asociados a los recursos genéticos.