Microorganismos eucariotas (protistas) de los agroecosistemas

Amoebozoa

El supergrupo Amoebozoa incluye amebas y mixomicetos. Estos organismos se caracterizan por la capacidad de formar pseudópodos: prolongaciones temporales del citoplasma utilizadas para el movimiento y la captura de alimento. Entre los Amoebozoa hay tanto formas de vida libre como parásitos (Adl et al., 2012; Ruppert et al., 2008).

En los ecosistemas del suelo, las amebas son uno de los protistas más numerosos y diversos. Participan activamente en la regulación del número de bacterias y en el ciclo de nutrientes (Geisen et al., 2018).

Excavata

El supergrupo Excavata reúne a flagelados con una estructura celular característica que incluye el llamado surco «excavado»: una depresión en la superficie celular utilizada para la nutrición. Este grupo incluye tanto formas de vida libre como parásitos, entre ellos agentes causantes de enfermedades graves en humanos y animales (por ejemplo, Giardia, Trichomonas) (Adl et al., 2012; Hickman et al., 2004).

En los suelos, los Excavata están representados principalmente por flagelados heterótrofos que se alimentan de bacterias y participan en la descomposición de la materia orgánica (Geisen et al., 2018).

SAR (Stramenopiles, Alveolata, Rhizaria)

El supergrupo SAR es uno de los grupos más grandes y diversos de eucariotas. Incluye tres líneas principales (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018):

Stramenopiles (o Heterokonta): grupo caracterizado por la presencia de dos flagelos diferentes (uno con pelos tubulares tripartitos, el otro liso). Los Stramenopiles incluyen diatomeas, algas pardas, oomicetos (incluido Phytophthora infestans, agente causal del tizón tardío de la patata) y otros grupos.

Alveolata: grupo que reúne a ciliados (Ciliophora), apicomplejos (Apicomplexa, incluidos los agentes causantes de la malaria: Plasmodium) y dinoflagelados (Dinoflagellata). Un rasgo característico de Alveolata es la presencia de alvéolos (sacos membranosos) bajo la membrana celular (Adl et al., 2012; Hickman et al., 2004).

Rhizaria: grupo que incluye foraminíferos, radiolarios, cercozoos y fitomixinos (entre ellos Plasmodiophora brassicae, agente causal de la hernia de la col). Muchos Rhizaria forman pseudópodos finos (filopodios o reticulopodios) para la nutrición y el movimiento (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Archaeplastida

El supergrupo Archaeplastida incluye organismos cuyos plastos se originaron mediante endosimbiosis primaria con una cianobacteria. Este grupo incluye algas rojas, algas verdes y plantas superiores. En el contexto de los protistas, nos interesan principalmente las algas verdes unicelulares, que se encuentran en suelos y cuerpos de agua (Adl et al., 2012; Raven et al., 2013).

Otros supergrupos

Además de los enumerados, también se distinguen los supergrupos Cryptista y Haptista, así como una serie de organismos de posición sistemática poco clara. Algunos de ellos se encuentran en suelos, pero su papel en los agroecosistemas ha sido insuficientemente estudiado (Adl et al., 2012).

Amebas desnudas

Las amebas desnudas (naked amoebae) son organismos que carecen de concha o teca. Su célula está rodeada solo por una membrana plasmática, lo que les permite cambiar de forma corporal y desplazarse activamente por los poros del suelo (Bonkowski et al., 2012).

En los suelos, las amebas desnudas están representadas por varios tipos morfológicos. Las más grandes, como Amoeba proteus, alcanzan 250–600 µm de diámetro y son bien conocidas como objetos clásicos para el estudio del movimiento ameboide (Hickman et al., 2004). Sin embargo, en los suelos predominan formas más pequeñas, cuyos tamaños son de 15–100 µm de ancho, con un grosor de solo aproximadamente 1 µm cuando están adheridas a una superficie (Bonkowski et al., 2012).

Entre las amebas desnudas se distinguen varios grupos ecológicos. Algunas especies, por ejemplo Acanthamoeba y Naegleria, son patógenos facultativos de humanos y animales, lo que tiene importancia sanitaria (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012). Otras, como Hartmannella, habitan exclusivamente en el suelo y el agua, alimentándose de bacterias.

Es importante señalar que las amebas desnudas pueden servir como reservorio de bacterias patógenas. Como señalan Geisen et al. (2018), bacterias como Legionella, Chlamydia, Listeria y Salmonella pueden sobrevivir dentro de las células de las amebas, lo que las protege de condiciones ambientales desfavorables y de los desinfectantes. Este fenómeno ha recibido el nombre de «caballo de Troya» del mundo microbiano (Bonkowski et al., 2012).

Amebas testadas

Las amebas testadas (testate amoebae) se distinguen por la presencia de una concha (teca), que puede estar construida de material orgánico, sílice o partículas minerales pegadas con cemento orgánico (Bonkowski et al., 2012; Ruppert et al., 2008).

Las amebas testadas están ampliamente distribuidas en los suelos, especialmente en hábitats húmedos y ácidos, como turberas, pantanos y hojarasca forestal. Su número puede alcanzar 30.000 individuos por gramo de suelo seco (Bonkowski et al., 2012). En los agroecosistemas, las amebas testadas son menos frecuentes que las desnudas, pero aun así desempeñan un papel importante en los procesos del suelo.

Entre las amebas testadas se distinguen varios géneros principales. Arcella tiene una concha cupuliforme de material orgánico (Ruppert et al., 2008). Difflugia construye una concha con partículas minerales capturadas del ambiente (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004). Euglypha posee una concha de escamas silíceas (Ruppert et al., 2008). Trinema y Corythion son formas pequeñas con una concha característica (Bonkowski et al., 2012).

Las amebas testadas desempeñan un papel importante en el ciclo del silicio en los suelos. Como señalan Geisen et al. (2018), las amebas testadas hyalosphenidas, que se alimentan de euglifidos, participan en el ciclo del silicio, y sus radiaciones evolutivas coinciden con grandes cambios en la composición de la vegetación terrestre y el clima.

Mixomicetos (mohos mucilaginosos)

Los mixomicetos (Myxomycetes) son un grupo único de protistas que en diferentes etapas del ciclo vital están representados tanto por formas unicelulares como multinucleadas (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

La etapa plasmodial de los mixomicetos es una masa multinucleada de citoplasma, carente de pared celular, capaz de movimiento ameboide y fagocitosis. El plasmodio puede alcanzar varios centímetros de diámetro y es bien visible a simple vista (Raven et al., 2013). En los suelos, los mixomicetos se encuentran en la hojarasca forestal, sobre madera en descomposición y en los horizontes superiores del suelo (Geisen et al., 2018).

En condiciones desfavorables, el plasmodio se transforma en cuerpos fructíferos (esporangios) que contienen esporas. Las esporas pueden conservarse durante mucho tiempo en el suelo y germinar cuando llegan condiciones favorables (Ruppert et al., 2008).

En los agroecosistemas, los mixomicetos son menos frecuentes que en hábitats naturales, ya que son sensibles al laboreo mecánico y a la aplicación de fertilizantes. Sin embargo, pueden desempeñar cierto papel en la descomposición de la materia orgánica y en la regulación del número de bacterias (Geisen et al., 2018).

Cabe señalar que los mixomicetos no son patógenos de plantas, aunque algunas especies pueden causar daños a plantas cultivadas cuando se reproducen masivamente sobre la superficie del suelo (Ruppert et al., 2008).

Flagelados heterótrofos

Los flagelados heterótrofos son uno de los grupos más numerosos de protistas del suelo. Su densidad en los suelos puede alcanzar 10⁴–10⁵ individuos por gramo (Bonkowski et al., 2012).

La mayoría de los flagelados del suelo tienen tamaños pequeños: 4–15 μm de longitud (Bonkowski et al., 2012). Son capaces de atravesar poros de solo 3 μm de diámetro gracias a su membrana celular flexible. Los flagelos se utilizan no solo para nadar, sino también para crear una corriente alimentaria que atrae a las células bacterianas.

Entre los flagelados heterótrofos se distinguen varios grupos ecológicos. Los cercomónadas (Cercomonads) son uno de los flagelados del suelo más abundantes, capaces tanto de nadar como de adherirse a la superficie (Geisen et al., 2018). Los glissomónadas (Glissomonads) son los flagelados deslizantes dominantes en los suelos (Geisen et al., 2018). Los cinetoplastídidos (Kinetoplastida) incluyen tanto formas de vida libre (por ejemplo, Bodo) como parásitos (por ejemplo, Trypanosoma, Leishmania) (Ruppert et al., 2008).

Los flagelados heterótrofos desempeñan un papel clave en el bucle bacteriano (microbial loop), controlando la densidad de bacterias y liberando nutrientes en forma disponible para las plantas (Bonkowski et al., 2012; Clarholm, 1985).

Flagelados fotótrofos

Los flagelados fotótrofos, o algas unicelulares, son capaces de realizar fotosíntesis gracias a la presencia de cloroplastos. En los suelos se encuentran principalmente en los horizontes superiores, adonde penetra la luz (Raven et al., 2013; Geisen et al., 2018).

Entre los flagelados fotótrofos del suelo son más comunes las algas verdes (Chlorophyta), como Chlamydomonas, Chlorella, Scenedesmus (Raven et al., 2013). Pueden formar asociaciones simbióticas con hongos (líquenes) o con otros organismos (Geisen et al., 2018).

Las diatomeas (Bacillariophyceae) también se encuentran en los suelos, especialmente en hábitats húmedos. Sus frústulos silíceos se conservan bien en el suelo y pueden utilizarse para reconstrucciones paleoecológicas (Geisen et al., 2018).

Los protistas fotótrofos contribuyen a la producción primaria de los ecosistemas edáficos, especialmente en regiones áridas y semiáridas, donde forman costras biológicas (biocrusts) (Geisen et al., 2018; Weil, 2017).

Ciliados depredadores

Los ciliados depredadores se alimentan de otros protistas, incluidos ciliados, flagelados y amebas. Desempeñan un papel importante en la regulación de la densidad de otros microorganismos (Ruppert et al., 2008).

Un ejemplo clásico de ciliado depredador es Didinium, que se alimenta exclusivamente de paramecios. Didinium tiene un cuerpo en forma de barril con una característica trompa que utiliza para capturar a su presa. Al contactar con un paramecio, Didinium dispara toxicistos que paralizan a la víctima y luego la engulle por completo (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Otros ciliados depredadores, como Dileptus y Litonotus, también utilizan toxicistos para inmovilizar a su presa (Ruppert et al., 2008). En los suelos, los ciliados depredadores pueden regular la densidad de bacteriófagos y detritívoros, influyendo en los flujos de energía en la red trófica edáfica (Geisen et al., 2018).

Bacteriófagos

Los bacteriófagos (ciliados bacteriófagos) se alimentan de bacterias, creando corrientes de agua con ayuda de los cilios que dirigen las células bacterianas hacia la boca celular (citostoma) (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Un representante típico de los bacteriófagos es Paramecium, que se alimenta de bacterias, algas y otros organismos pequeños (Hickman et al., 2004). En los suelos, los bacteriófagos están representados principalmente por formas pequeñas, como Colpoda, Cyclidium, Uronema (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Los ciliados bacteriófagos desempeñan un papel clave en el bucle bacteriano, liberando nitrógeno y fósforo en forma disponible para las plantas (Bonkowski et al., 2012; Clarholm, 1985). Como señalan Bonkowski et al. (2012), los ciliados tienen un tiempo de generación corto (varias horas con alimento suficiente) y una alta tasa de consumo de bacterias, lo que los convierte en un eslabón importante de la red trófica edáfica.

Detritívoros

Los detritívoros (ciliados detritívoros) se alimentan de partículas orgánicas, restos vegetales y animales en descomposición. Desempeñan un papel importante en la descomposición de la materia orgánica, acelerando su mineralización (Bonkowski et al., 2012).

Los detritívoros suelen ser más grandes que los bacteriófagos y tienen un aparato bucal más complejo (Ruppert et al., 2008). Pueden alimentarse tanto de partículas orgánicas directamente como de los microorganismos que se desarrollan sobre ellas.

En los suelos, los detritívoros están representados por géneros como Stentor, Spirostomum, Blepharisma (Ruppert et al., 2008). Pueden alcanzar tamaños considerables (hasta 2 mm) y contribuir de manera significativa a la descomposición de la materia orgánica.

Amebas testadas (euglifidas)

Las euglifidas (Euglyphida) son amebas testadas pertenecientes a los cercozoos. Su concha está construida con escamas silíceas que pueden ser redondas, ovaladas o alargadas (Ruppert et al., 2008; Geisen et al., 2018).

Las euglifidas están ampliamente distribuidas en los suelos, especialmente en hábitats húmedos y ácidos. Se alimentan de bacterias, hongos y protistas pequeños, utilizando finos filopodios que salen a través de la abertura de la concha (Ruppert et al., 2008; Geisen et al., 2018).

Entre las euglifidas, los géneros más comunes son Euglypha, Trinema, Assulina, Placocista (Ruppert et al., 2008; Bonkowski et al., 2012). Desempeñan un papel importante en el ciclo del silicio, ya que sus conchas están construidas con silicio y, tras la muerte de las células, el silicio regresa al suelo (Geisen et al., 2018).

Heliozoos

Los heliozoos (Heliozoa) son un grupo de protistas caracterizados por una forma corporal esférica y la presencia de numerosos pseudópodos finos (axopodios) que irradian radialmente desde la célula (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Los axopodios de los heliozoos están sostenidos por haces de microtúbulos y se utilizan para capturar presas, así como para flotar en el agua (Ruppert et al., 2008). Algunos heliozoos tienen un pedúnculo para adherirse al sustrato (Ruppert et al., 2008).

En los suelos, los heliozoos son menos frecuentes que en los cuerpos de agua, pero aún pueden encontrarse en hábitats húmedos. Se alimentan de bacterias, otros protistas y pequeños invertebrados (Ruppert et al., 2008; Geisen et al., 2018).

Entre los heliozoos del suelo, los géneros más comunes son Actinophrys, Actinosphaerium, Clathrulina (Ruppert et al., 2008). Desempeñan el papel de depredadores en la red trófica edáfica, regulando la densidad de otros microorganismos.

Diatomeas

Las diatomeas (Bacillariophyceae) son un grupo de protistas fotosintéticos caracterizados por la presencia de un frústulo silíceo compuesto por dos valvas (Raven et al., 2013).

En los suelos, las diatomeas se encuentran en los horizontes superiores, donde hay suficiente luz para la fotosíntesis. Pueden formar costras biológicas en la superficie del suelo, especialmente en regiones áridas (Geisen et al., 2018).

Las diatomeas desempeñan un papel importante en el ciclo del silicio en los suelos. Sus frústulos silíceos se conservan en el suelo durante mucho tiempo y pueden utilizarse para investigaciones paleoecológicas (Geisen et al., 2018).

Algas verdes

Las algas verdes (Chlorophyta) son el grupo más diverso de algas del suelo. Contienen clorofilas a y b y almacenan almidón (Raven et al., 2013).

En los suelos, las algas verdes están representadas por formas unicelulares y coloniales. Los géneros más comunes son Chlamydomonas, Chlorella, Scenedesmus, Stichococcus (Raven et al., 2013; Geisen et al., 2018).

Las algas verdes pueden establecer relaciones simbióticas con hongos, formando líquenes. Los líquenes desempeñan un papel importante en la formación del suelo, especialmente sobre sustratos primarios (Raven et al., 2013).

Cianobacterias

Las cianobacterias (Cyanobacteria) son organismos procariotas fotosintéticos que tradicionalmente se consideraban junto con las algas (Raven et al., 2013; Weil, 2017).

Las cianobacterias están ampliamente distribuidas en los suelos, especialmente en arrozales y otros hábitats con exceso de humedad. Son capaces de fijar nitrógeno atmosférico, lo que las convierte en un componente importante del ciclo del nitrógeno en los agroecosistemas (Weil, 2017).

Algunas cianobacterias forman asociaciones simbióticas con plantas (por ejemplo, con el helecho acuático Azolla) y se utilizan como biofertilizantes (Weil, 2017).

Microscopía

Los métodos tradicionales de estudio de los protistas se basan en la microscopía óptica. Para la identificación se utilizan caracteres morfológicos: forma de la célula, tamaño, presencia y estructura de la concha, disposición de los flagelos o cilios, estructura del aparato nuclear (Bonkowski et al., 2012; Ruppert et al., 2008).

Para estudiar la estructura fina de la célula se emplea la microscopía electrónica (de transmisión y de barrido), que permite revelar caracteres ultraestructurales importantes para la taxonomía (Ruppert et al., 2008; Geisen et al., 2018).

Sin embargo, la microscopía tiene limitaciones: muchos protistas son morfológicamente indistinguibles (especies crípticas), y su identificación requiere una alta cualificación del investigador (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022).

Cultivo

El cultivo de protistas en medios artificiales permite obtener cultivos puros para un estudio detallado. Para aislar protistas del suelo se utilizan métodos de dilución, enriquecimiento y clonación (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Sin embargo, la mayoría de los protistas del suelo no pueden cultivarse en medios estándar, lo que limita la aplicación de este método (Geisen et al., 2018).

Métodos moleculares

Los métodos moleculares modernos, en primer lugar el análisis de secuencias del gen 18S ARNr, permiten revelar la diversidad de protistas sin cultivarlos (Lentendu et al., 2022; Geisen et al., 2018).

El metabarcoding es un método basado en la amplificación y secuenciación de una región determinada del gen 18S ARNr (por ejemplo, las regiones V4 o V9) a partir del ADN total extraído del suelo (Lentendu et al., 2022). Este enfoque permite detectar cientos y miles de unidades taxonómicas operativas (OTU) en una sola muestra de suelo.

Para la identificación de secuencias se utilizan bases de datos especializadas, como PR² (Protist Ribosomal Reference database) y SILVA (Quast et al., 2012; Lentendu et al., 2022). Estas bases contienen secuencias curadas de 18S ARNr con información taxonómica.

El metabarcoding tiene una serie de limitaciones: desigualdad en la amplificación de distintos grupos, presencia de intrones en el gen 18S ARNr, incompletitud de las bases de datos (Lentendu et al., 2022; Geisen et al., 2018). No obstante, es el método más potente para estudiar la diversidad de protistas del suelo.

Problemas de identificación de protistas

La identificación de protistas del suelo conlleva una serie de problemas (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022):

Especies crípticas. Muchos protistas son morfológicamente indistinguibles, pero difieren genética y ecológicamente. Esto dificulta la evaluación de la diversidad real.

Polimorfismo. Algunos protistas tienen ciclos vitales complejos con varias etapas morfológicamente distintas, lo que dificulta su identificación.

Ausencia de marcadores universales. No existe un marcador molecular único que sirva para identificar todos los grupos de protistas.

Incompletitud de las bases de datos. Muchas secuencias obtenidas del ambiente no tienen coincidencias cercanas en las bases de datos, lo que dificulta su identificación taxonómica.

Concepto de bucle microbiano

Un concepto clave que describe el papel de los protistas en los procesos edáficos es el «bucle microbiano» (microbial loop). Esta idea se desarrolló inicialmente para ecosistemas acuáticos, pero luego se adaptó a los suelos gracias a los trabajos de la investigadora sueca Marianne Clarholm (Clarholm, 1985).

La esencia del bucle microbiano en el suelo es la siguiente. Las plantas liberan a través de las raíces compuestos orgánicos (exudados radiculares) que estimulan el crecimiento de bacterias en la rizosfera. Las bacterias, a su vez, inmovilizan (retienen) nitrógeno y otros nutrientes en su biomasa. Si las bacterias no fueran consumidas por otros organismos, estos nutrientes quedarían «encerrados» en las células bacterianas y no estarían disponibles para las plantas (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012).

Los protistas, al alimentarse de bacterias, «abren» este bucle: consumen la biomasa bacteriana y el exceso de nutrientes (principalmente nitrógeno) lo liberan al medio en forma disponible para las plantas. Así, los protistas actúan como un eslabón clave que conecta la producción bacteriana con las necesidades de las plantas (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Magnitud del consumo de bacterias por los protistas

La magnitud del consumo de bacterias por los protistas en los suelos es enorme. Como señalan Bonkowski et al. (2012), en un gramo de suelo pueden vivir decenas de miles de individuos de protistas, cada uno de los cuales consume cientos y miles de células bacterianas por hora.

Para ilustrarlo: un ciliado Paramecium es capaz de consumir hasta 1000 células bacterianas por hora, y las amebas y flagelados, cientos de células por hora (Bonkowski et al., 2012). Teniendo en cuenta que la densidad de protistas en el suelo puede alcanzar 10⁴–10⁵ individuos por gramo, el consumo total de bacterias constituye una parte significativa de su producción (Geisen et al., 2018).

Los estudios muestran que los protistas pueden consumir entre el 20 y el 50 % de la producción bacteriana en los suelos (Bonkowski et al., 2012). Esto significa que sin los protistas la densidad de bacterias sería considerablemente mayor, y su comunidad tendría una composición diferente.

Alimentación selectiva y estructura de las comunidades bacterianas

Es importante subrayar que los protistas no se alimentan de todas las bacterias indiscriminadamente. Como señalan Geisen et al. (2018), los protistas muestran selectividad alimentaria, prefiriendo determinados grupos de bacterias.

Los estudios han demostrado que los protistas prefieren bacterias sin pigmentos, toxinas, filamentos ni cubiertas mucosas externas (Bonkowski et al., 2012). Las bacterias gramnegativas, por regla general, son preferidas frente a las grampositivas (Bonkowski et al., 2012). Además, el tamaño de las células bacterianas importa: las células grandes se consumen más activamente que las pequeñas (Geisen et al., 2018).

La alimentación selectiva de los protistas conduce a la formación de una determinada estructura de las comunidades bacterianas. Como mostraron los experimentos, la presencia de distintas especies de amebas y flagelados conduce a la formación de comunidades bacterianas diferentes (Geisen et al., 2018). Esto ocurre porque unas bacterias son consumidas activamente y otras evitan la depredación y obtienen una ventaja competitiva (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Además, las bacterias han desarrollado diversas estrategias de defensa contra los protistas: cambio del tamaño celular, formación de colonias, liberación de compuestos tóxicos, movimiento activo (Geisen et al., 2018; Fujino et al., 2025). Estos mecanismos de defensa, a su vez, pueden influir en la composición de las comunidades bacterianas y en sus propiedades funcionales.

Interacción con bacterias antagonistas de fitopatógenos

De especial interés es la interacción de los protistas con bacterias que suprimen fitopatógenos. Como mostraron los estudios de Jousset et al. (2006, 2010), la presencia de protistas estimula la producción por parte de las bacterias de metabolitos secundarios, incluidos antibióticos y toxinas, que inhiben el crecimiento de patógenos.

Este fenómeno se ha denominado «mecanismo indirecto» de supresión de patógenos (indirect mechanism) (Fujino et al., 2025). Su esencia consiste en que los protistas, al consumir bacterias, crean una presión selectiva que favorece a las bacterias productoras de compuestos defensivos. Estos compuestos, a su vez, inhiben el crecimiento de hongos y oomicetos fitopatógenos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Así, los protistas no solo regulan la densidad de bacterias, sino que también influyen en sus propiedades funcionales, estimulando el desarrollo de bacterias antagonistas de fitopatógenos.

Mecanismos de liberación de nutrientes

Una de las funciones más importantes de los protistas en el suelo es su participación en el ciclo de nutrientes. Como ya se ha señalado, los protistas consumen bacterias y el exceso de nutrientes que no pueden utilizar para su propio crecimiento lo liberan al medio (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012).

Este proceso se debe a que la relación C:N de los protistas es mayor que la de su alimento bacteriano. Las bacterias tienen una relación C:N de alrededor de 3:1–4:1, mientras que los protistas, de alrededor de 8:1–12:1 (Bonkowski et al., 2012). Esto significa que al consumir biomasa bacteriana los protistas obtienen un exceso de nitrógeno respecto al carbono, y ese exceso se libera en forma de amonio (NH₄⁺) (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012).

De manera análoga se produce la liberación de fósforo y otros nutrientes. Como señalan Bonkowski et al. (2012), los protistas liberan fósforo en forma disponible para las plantas, lo que es especialmente importante en suelos con bajo contenido de fósforo disponible.

Estimaciones cuantitativas

Las estimaciones cuantitativas de la contribución de los protistas al ciclo de nutrientes son impresionantes. Como señala Clarholm (1985), en algunos ecosistemas los protistas pueden liberar hasta el 30–40 % del nitrógeno disponible para las plantas.

Los estudios en la rizosfera han mostrado que la presencia de protistas aumenta la mineralización del nitrógeno en un 20–50 % (Bonkowski et al., 2012). Esto ocurre tanto por la liberación directa de amonio por los protistas como por la estimulación de la actividad bacteriana (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012).

Es importante subrayar que la liberación de nutrientes por los protistas ocurre en la proximidad inmediata de las raíces de las plantas, ya que los protistas se concentran en la rizosfera gracias a la abundancia de alimento bacteriano (Bonkowski et al., 2012). Esto hace que los nutrientes estén inmediatamente disponibles para las plantas.

Interacción con hongos micorrícicos

De especial interés es la interacción de los protistas con los hongos micorrícicos, simbiontes de las plantas que mejoran el suministro de fósforo y otros nutrientes a las plantas.

Como señalan Geisen et al. (2018), los hongos micorrícicos arbusculares (AM) no poseen sistemas enzimáticos para mineralizar el nitrógeno orgánico y dependen de otros microorganismos para el suministro de nitrógeno mineral. Los protistas, al consumir bacterias, liberan amonio, que luego es absorbido por las hifas de los hongos micorrícicos y transferido a la planta (Geisen et al., 2018).

Así, los protistas y los hongos micorrícicos actúan sinérgicamente, proporcionando a la planta nitrógeno y fósforo (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Influencia en el ciclo del carbono

Además del nitrógeno y el fósforo, los protistas influyen en el ciclo del carbono en el suelo. Al consumir bacterias, liberan CO₂ en el proceso de respiración, lo que aumenta el flujo total de CO₂ del suelo a la atmósfera (Bonkowski et al., 2012).

Además, los protistas contribuyen a la secuestración de carbono en el suelo. Como señalan Geisen et al. (2018), los protistas micótrofos, que se alimentan de hongos, pueden contribuir a la estabilización de la materia orgánica, ya que el micelio fúngico no consumido por los protistas puede incorporarse a los agregados del suelo y conservarse durante mucho tiempo.

Mecanismos directos e indirectos de estimulación del crecimiento vegetal

Los protistas ejercen una influencia estimulante significativa sobre el crecimiento de las plantas. Esta influencia puede ser tanto directa (a través de la liberación de fitohormonas) como indirecta (a través de la mejora de la nutrición vegetal y de la estructura del suelo) (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Como señalan Bonkowski et al. (2012), ya en investigaciones tempranas se demostró que la presencia de protistas aumenta el crecimiento de las plantas en un 20–50 % en comparación con el control sin protistas. Este efecto se observó en distintas especies de plantas, incluidos cereales, leguminosas y hortalizas.

Liberación de fitohormonas y moléculas señalizadoras

Uno de los mecanismos de estimulación del crecimiento vegetal es la liberación por los protistas de fitohormonas y moléculas señalizadoras. Como mostraron los estudios de Krome et al. (2010), la presencia de la ameba Acanthamoeba castellanii aumentaba el contenido de auxinas libres en las plantas, lo que estimulaba el crecimiento de las raíces laterales.

Las auxinas son una clase de fitohormonas que regulan el crecimiento y el desarrollo de las plantas. El aumento del contenido de auxinas bajo la influencia de los protistas conduce a la formación de un sistema radical más ramificado, lo que mejora la absorción de agua y nutrientes (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Además, los protistas pueden influir en la síntesis de citoquininas y otras fitohormonas, aunque los mecanismos de esta influencia están insuficientemente estudiados (Bonkowski et al., 2012).

Mejora de la estructura del suelo

Los protistas también contribuyen a la mejora de la estructura del suelo. Como señalan Geisen et al. (2018), los protistas, al consumir bacterias, liberan mucílago y otros compuestos orgánicos que aglutinan las partículas del suelo en agregados.

Además, los protistas, al desplazarse por los poros del suelo, contribuyen a la mezcla de material orgánico y mineral, lo que mejora la estructura del suelo (Bonkowski et al., 2012).

Un papel especial en la mejora de la estructura del suelo lo desempeñan las amebas testadas y los ciliados, que liberan una cantidad significativa de compuestos orgánicos (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Influencia en la disponibilidad de nutrientes

Como ya se ha señalado, los protistas aumentan la disponibilidad de nitrógeno y fósforo para las plantas. Esto ocurre tanto por la liberación directa de nutrientes como por la estimulación de la actividad de bacterias y hongos que participan en la mineralización de la materia orgánica (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012).

Los estudios han demostrado que las plantas que crecen en presencia de protistas contienen más nitrógeno y fósforo en sus tejidos que las plantas que crecen sin protistas (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018). Esto indica que los protistas mejoran la nutrición de las plantas.

Mecanismo directo de supresión de patógenos

Una de las funciones más prometedoras de los protistas en los agroecosistemas es su capacidad de suprimir fitopatógenos. Como señalan Fujino et al. (2025), los protistas pueden suprimir patógenos mediante dos mecanismos: directo e indirecto.

El mecanismo directo (direct mechanism) consiste en que los protistas depredadores consumen microorganismos fitopatógenos: hongos, oomicetos y bacterias. Como mostraron los estudios, muchos protistas son capaces de alimentarse de esporas y micelio de hongos fitopatógenos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Por ejemplo, las amebas Acanthamoeba y Mayorella son capaces de consumir esporas de Fusarium culmorum, un patógeno peligroso de muchos cultivos (Fujino et al., 2025). El ciliado Colpoda es capaz de consumir Ralstonia solanacearum, agente causal de la marchitez bacteriana del tomate (Fujino et al., 2025).

Mecanismo indirecto de supresión de patógenos

El mecanismo indirecto (indirect mechanism) consiste en que los protistas estimulan la actividad de bacterias antagonistas de fitopatógenos. Como ya se señaló en la sección 3.1.4, los protistas crean una presión selectiva que favorece a las bacterias productoras de antibióticos y otros compuestos defensivos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Los estudios han demostrado que en presencia de protistas las bacterias Pseudomonas fluorescens producen más antibióticos que inhiben el crecimiento de hongos fitopatógenos (Fujino et al., 2025). Este efecto se confirmó en condiciones de campo: la adición de fertilizantes orgánicos aumentaba la densidad de protistas, lo que, a su vez, estimulaba la actividad de bacterias antagonistas y reducía la incidencia de enfermedades en las plantas (Fujino et al., 2025).

Ejemplos de biocontrol con participación de protistas

En la literatura se describen varios ejemplos de biocontrol exitoso de fitopatógenos con participación de protistas.

Como señalan Fujino et al. (2025), en la rizosfera de tomates afectados por Fusarium wilt se observó una correlación negativa entre la abundancia de protistas depredadores y los patógenos. Esto indica que los protistas suprimen naturalmente a los patógenos en el suelo.

En el estudio de Guo et al. (2022) se demostró que en plantaciones de plátano con fertilizante orgánico la incidencia de Fusarium wilt era menor que con fertilizantes minerales. Esto se debía a una mayor densidad de protistas depredadores y bacterias antagonistas en los tratamientos orgánicos (Fujino et al., 2025).

Los estudios en arrozales mostraron una correlación negativa entre la abundancia de protistas depredadores y Pythium sp., un patógeno peligroso del arroz (Fujino et al., 2025).

Perspectivas de uso de protistas como agentes de biocontrol

A pesar de los resultados prometedores, el uso de protistas como agentes de biocontrol sigue en fase experimental. Como señalan Fujino et al. (2025), la mayoría de los estudios se realizaron en condiciones de laboratorio y solo unos pocos en campo.

No obstante, los protistas poseen una serie de ventajas frente a bacterias y hongos como agentes de biocontrol. Son capaces de sobrevivir en el suelo en forma de quistes durante mucho tiempo, son resistentes a condiciones desfavorables y pueden ser introducidos en el suelo con fertilizantes orgánicos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Por qué los protistas pueden ser indicadores de la salud del suelo

Los protistas poseen una serie de propiedades que los hacen indicadores convenientes del estado del suelo. Como señalan Geisen et al. (2018), estas propiedades incluyen:

• Tiempo de generación corto (horas-días), lo que les permite reaccionar rápidamente a los cambios de condiciones;
• Alta diversidad y relevancia funcional;
• Sensibilidad a los cambios ambientales (humedad, temperatura, pH, contaminación);
• Posibilidad de evaluación cuantitativa mediante métodos moleculares.

Composición y proporción de grupos de protistas como indicadores

Distintos grupos de protistas reaccionan de manera diferente a los cambios en las condiciones del suelo. Esto permite utilizar su composición y proporción como indicadores del estado del suelo (Geisen et al., 2018).

Por ejemplo, como señalan Bonkowski et al. (2012), en suelos ácidos predominan las amebas testadas, mientras que en los neutros predominan las amebas desnudas y los ciliados. En suelos con alto contenido de materia orgánica hay mayor densidad de ciliados y flagelados, mientras que en suelos pobres hay más amebas (Bonkowski et al., 2012).

La proporción de protistas depredadores y bacteriófagos puede indicar el estado de la red trófica: el predominio de depredadores indica madurez y estabilidad de la comunidad, mientras que el predominio de bacteriófagos indica juventud e inestabilidad (Geisen et al., 2018).

Uso de protistas para evaluar el impacto de las agrotecnologías

Los protistas pueden utilizarse para evaluar el impacto de las agrotecnologías en la salud del suelo. Como señalan Geisen et al. (2018), el laboreo, la fertilización y los pesticidas ejercen una influencia significativa sobre las comunidades de protistas.

Los estudios han demostrado que el laboreo intensivo reduce la densidad y la diversidad de protistas, especialmente de las formas grandes (Bonkowski et al., 2012). La aplicación de fertilizantes orgánicos, por el contrario, aumenta la densidad de protistas y estimula su actividad (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Los pesticidas pueden ejercer tanto un efecto tóxico directo sobre los protistas como un efecto indirecto a través del cambio en la densidad de su alimento (bacterias y hongos) (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Perspectivas de uso de protistas como bioindicadores

A pesar de las perspectivas prometedoras, el uso de protistas como bioindicadores aún es limitado. Como señalan Geisen et al. (2018), los principales obstáculos incluyen:

• Falta de conocimientos sobre la taxonomía y ecología de muchos grupos;
• Ausencia de métodos de evaluación estandarizados;
• Alta variabilidad de las comunidades en el espacio y el tiempo.

No obstante, con el desarrollo de métodos moleculares y la acumulación de datos, los protistas pueden convertirse en una herramienta importante para evaluar la salud del suelo en agroecosistemas (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022).

Interacción con hongos

Los protistas interactúan con los hongos de diversas maneras. Como señalan Geisen et al. (2018), muchos protistas son micótrofos: se alimentan de micelio y esporas de hongos.

Entre los protistas micótrofos son más comunes las amebas (por ejemplo, Acanthamoeba, Leptomyxa) y los ciliados (por ejemplo, Grossglockneria) (Geisen et al., 2018). Estos protistas son capaces de consumir un amplio espectro de hongos, incluidos los fitopatógenos (Fusarium, Pythium) (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

La interacción de los protistas con los hongos no se limita a la depredación. Algunos protistas establecen relaciones simbióticas con hongos, por ejemplo, formando líquenes (Raven et al., 2013). Otros protistas, por el contrario, son ellos mismos parásitos de hongos (Geisen et al., 2018).

Interacción con nematodos

Los nematodos son uno de los grupos más numerosos de animales del suelo. Los protistas interactúan con los nematodos como depredadores, consumiéndolos, y como competidores por el alimento (Bonkowski et al., 2012).

Los protistas grandes, como las amebas testadas y los ciliados, son capaces de consumir nematodos, especialmente los pequeños (Geisen et al., 2018). Como señalan Geisen et al. (2018), algunas amebas testadas utilizan la «caza en manada» para consumir nematodos que son considerablemente más grandes que ellas mismas.

Además, los protistas y los nematodos compiten por el alimento bacteriano. Como mostraron los estudios, la eliminación de amebas de la red trófica edáfica conducía a un aumento de la densidad de nematodos bacteriófagos en un 20–30 % (Bonkowski et al., 2012). Esto indica que los protistas y los nematodos ocupan nichos ecológicos similares.

Interacción con microartrópodos

Los microartrópodos (ácaros, colémbolos) son un componente importante de la mesofauna del suelo. Los protistas interactúan con ellos como alimento y como competidores (Bonkowski et al., 2012).

Muchos microartrópodos se alimentan de protistas, especialmente de ciliados y amebas. Como señalan Bonkowski et al. (2012), los colémbolos y los ácaros pueden consumir una cantidad significativa de protistas, regulando su densidad.

A su vez, los protistas pueden influir en los microartrópodos a través del cambio en la composición de las comunidades bacterianas y fúngicas de las que se alimentan estos animales (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Los protistas como eslabón de conexión en la red trófica edáfica

Así, los protistas ocupan una posición central en la red trófica del suelo. Consumen bacterias y hongos (consumidores primarios de materia orgánica) y ellos mismos son consumidos por organismos más grandes: nematodos, microartrópodos, enquitreidos (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Como señalan Geisen et al. (2018), los protistas desempeñan el papel de organismos «nodales», que conectan los componentes microbianos y animales de la red trófica edáfica. Sin ellos, los flujos de energía y nutrientes en el suelo se verían sustancialmente alterados.

Posición taxonómica

Plasmodiophora brassicae es uno de los protistas parásitos de plantas mejor estudiados. Durante mucho tiempo este organismo se consideró un hongo y se estudiaba en el curso de micología. Sin embargo, las investigaciones molecular-genéticas modernas mostraron que P. brassicae no pertenece ni a los hongos verdaderos (Eumycota) ni a los oomicetos (Oomycota) (Webster & Weber, 2007; Alexopoulos, 1996).

Según la clasificación moderna, P. brassicae pertenece a la supergrupo Rhizaria, filo Cercozoa, clase Phytomyxea (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018). Sus parientes más cercanos son otros fitomixéos: Spongospora, Polymyxa, Ligniera, así como los cercozoos de vida libre (Webster & Weber, 2007).

Como señala Alexopoulos (1996), los fitomixéos (antes conocidos como plasmodioforomicetos) se caracterizan por un tipo único de división nuclear: la llamada mitosis «cruciforme» (cruciform), en la que los cromosomas se disponen en anillo alrededor de un nucléolo alargado. Este carácter no se encuentra ni en los hongos ni en otros grupos de eucariotas.

Biología y ciclo vital

Plasmodiophora brassicae es un parásito obligado que no puede crecer ni reproducirse fuera de las células de la planta hospedadora. Como señala Webster & Weber (2007), este organismo infecta principalmente plantas de la familia Brassicaceae (crucíferas), incluidos cultivos como la col, la coliflor, el brócoli, el nabo, el rábano, la mostaza y la colza.

El ciclo vital de P. brassicae incluye varias etapas (Webster & Weber, 2007; Alexopoulos, 1996):

Esporas de reposo. En el suelo las esporas de reposo (resting spores) pueden conservar su viabilidad durante 20 años y más. Son resistentes a la desecación, a los cambios de temperatura y a la acción de sustancias químicas (Webster & Weber, 2007). Las esporas tienen una superficie espinosa y contienen una célula nuclear haploide (Aist & Williams, 1971).

Germinación e infección primaria. En presencia de humedad y bajo la influencia de sustancias liberadas por las raíces de plantas de la familia Brassicaceae (posiblemente alil-isotiocianatos), las esporas de reposo germinan, liberando zoosporas móviles con dos flagelos de longitud desigual (Macfarlane, 1970; Webster & Weber, 2007). Las zoosporas nadan activamente en la película de agua y se adhieren a los pelos radicales.

Penetración en la célula. El proceso de penetración de P. brassicae en la célula de la planta hospedadora fue estudiado en detalle por Aist y Williams (1971). La zoospora forma un quiste en la superficie del pelo radical, dentro del cual se forma una estructura tubular (Rohr) que contiene una varilla puntiaguda (Stachel). Al contactar con la pared celular de la planta, el Rohr se invagina, formando una estructura adhesiva (adhesorium), y el Stachel perfora la pared celular. El protoplasto de la zoospora (célula ameboide) penetra en el interior de la célula de la planta hospedadora.

Plasmodio primario. Dentro de la célula del pelo radical la ameba crece, se divide y se transforma en un plasmodio primario (esporangial). Este plasmodio es una masa multinucleada de citoplasma, carente de pared celular, que se alimenta a expensas de la célula hospedadora (Webster & Weber, 2007). Las divisiones nucleares en esta etapa tienen carácter cruciforme (Alexopoulos, 1996).

Zoosporangios y zoosporas secundarias. El plasmodio primario se fragmenta en zoosporangios individuales, cada uno de los cuales contiene 4–8 zoosporas secundarias. Las zoosporas secundarias son morfológicamente similares a las primarias y son capaces de infectar de nuevo los pelos radicales, completando el ciclo asexual (Webster & Weber, 2007).

Plasmodio secundario. Tras varios ciclos de reproducción asexual, el plasmodio migra desde el pelo radical a los tejidos más profundos de la raíz, donde forma un plasmodio secundario (esporógeno). Este plasmodio sufre divisiones meióticas y forma esporas de reposo (Garber & Aist, 1979; Webster & Weber, 2007).

Formación de agallas. A medida que crecen los plasmodios secundarios, las células de la planta hospedadora sufren hipertrofia (aumento de tamaño) e hiperplasia (división acelerada), lo que conduce a la formación de agallas características en las raíces (Webster & Weber, 2007; Agrios, 2005).

Síntomas y nocividad

La hernia de la col es una de las enfermedades más peligrosas de los cultivos de crucíferas. Como señala Agrios (2005), las pérdidas de cosecha por hernia pueden alcanzar el 50–100 % en campos muy infectados.

Síntomas aéreos. Los primeros síntomas de la enfermedad se manifiestan en el marchitamiento de las hojas en tiempo caluroso, aunque por la noche las plantas pueden recuperarse. Paulatinamente el crecimiento de las plantas se frena, las hojas amarillean y se marchitan. Las plantas jóvenes pueden morir poco después de la infección (Agrios, 2005; Webster & Weber, 2007).

Síntomas radiculares. Los síntomas más característicos de la hernia se manifiestan en las raíces. Se forman engrosamientos (agallas) que pueden ser únicos o fusionarse, abarcando todo el sistema radical. Las agallas tienen forma fusiforme, esférica o nudosa (Agrios, 2005). Las agallas viejas se descomponen bajo la acción de bacterias y otros microorganismos, liberando esporas de reposo al suelo.

Influencia en la fisiología de la planta. Como señala Webster & Weber (2007), la infección por P. brassicae conduce a una reestructuración del metabolismo de la planta: aumenta el contenido de auxinas (1,7 veces) y citoquininas (2–3 veces) en los tejidos de las agallas. Esto provoca un crecimiento acelerado de las células y la formación de agallas, que se convierten en un nuevo «sumidero» para los productos de la fotosíntesis. Como resultado, la parte aérea de la planta sufre escasez de nutrientes, lo que conduce a la inhibición del crecimiento y a la reducción de la cosecha.

Medidas de control

La lucha contra la hernia de la col presenta dificultades significativas debido a la larga conservación de las esporas de reposo en el suelo y al amplio círculo de plantas hospedadoras. Como señala Webster & Weber (2007), las esporas de reposo de P. brassicae pueden conservarse en el suelo hasta 20 años, por lo que una rotación de cultivos breve no es eficaz.

Rotación de cultivos. Una rotación prolongada con exclusión de cultivos de crucíferas durante 5–7 años y más permite reducir la densidad de esporas de reposo en el suelo. Sin embargo, incluso tras una interrupción prolongada las esporas pueden conservar su viabilidad (Agrios, 2005; Webster & Weber, 2007).

Encalado. La incorporación de cal para elevar el pH del suelo hasta 7,2 y superior es uno de los métodos más eficaces de lucha contra la hernia. Con una reacción neutra o ligeramente alcalina del medio se suprime la germinación de las esporas de reposo (Agrios, 2005; Webster & Weber, 2007). Además, se ha demostrado que la adición de boro (10–20 mg/kg de suelo) en combinación con un pH elevado suprime tanto la infección primaria como la secundaria (Webster & Weber, 2007).

Variedades resistentes. La obtención de variedades resistentes es la dirección más prometedora de lucha contra la hernia. Sin embargo, como señala Webster & Weber (2007), la resistencia a menudo está determinada por un solo gen y puede ser superada por nuevas razas del patógeno. Hacia 1975 se habían descrito 34 razas fisiológicas de P. brassicae (Buczacki et al., 1975). En los últimos años se han identificado en Canadá nuevos patotipos virulentos que superan la resistencia de variedades comerciales de colza (Tso et al., 2021).

Medidas agrotécnicas. Entre las medidas complementarias de control se incluyen: cultivo de plántulas en suelo esterilizado, mejora del drenaje, destrucción de malas hierbas de la familia Brassicaceae (por ejemplo, la bolsa de pastor), desinfección de la maquinaria agrícola (Agrios, 2005; Webster & Weber, 2007).

Posición taxonómica y biología

Spongospora subterranea es el segundo representante de los fitomixéos con importante significado agronómico. Este organismo pertenece a la misma clase Phytomyxea que P. brassicae (Webster & Weber, 2007; Adl et al., 2012).

S. subterranea causa la sarna pulverulenta de la patata, una enfermedad que afecta a los tubérculos. Como señala Webster & Weber (2007), este parásito también puede infectar raíces de tomate y otras plantas de la familia Solanaceae.

El ciclo vital de S. subterranea es similar al de P. brassicae e incluye la formación de esporas de reposo, zoosporas, plasmodios y zoosporangios. Una característica distintiva es la formación de esporas de reposo en forma de esferas huecas (sporosori), lo que dio nombre al género: Spongospora («espora esponjosa») (Webster & Weber, 2007).

Síntomas y nocividad

Síntomas en los tubérculos. La sarna pulverulenta se manifiesta en forma de pequeñas pústulas (abultamientos) en la superficie de los tubérculos de patata. Al principio las pústulas son claras, luego se oscurecen y se convierten en úlceras pulverulentas que contienen masas de esporas de reposo (Webster & Weber, 2007). Los tubérculos afectados pierden su aspecto comercial y se conservan peor.

Síntomas en las raíces. En las raíces de la patata S. subterranea causa la formación de agallas similares a las de la hernia de la col, pero de menor tamaño (Webster & Weber, 2007).

Nocividad. La sarna pulverulenta reduce la cosecha de patata y su calidad. Además, S. subterranea es vector del virus del mosaico de la patata (potato mop-top virus), lo que aumenta significativamente la nocividad de este organismo (Webster & Weber, 2007; Draycott, 2006).

Medidas de control

Las medidas de control de la sarna pulverulenta son similares a las de la hernia de la col: rotación de cultivos, uso de material de plantación sano, mejora del drenaje (Webster & Weber, 2007). Sin embargo, como señala Webster & Weber (2007), las plantas transgénicas de patata que contienen el gen de la proteína de la cápside del virus del mosaico mostraron resistencia completa al virus, lo que abre perspectivas para la lucha contra esta enfermedad.

Posición taxonómica y biología

El género Polymyxa incluye dos especies de importante significado agronómico: P. betae y P. graminis. Ambas especies pertenecen a los fitomixéos (clase Phytomyxea) y son parásitos obligados de plantas (Webster & Weber, 2007; Draycott, 2006).

Polymyxa betae infecta plantas de la familia Chenopodiaceae, incluida la remolacha azucarera, la espinaca y algunas malas hierbas (Draycott, 2006). P. graminis infecta cultivos de cereales, incluidos trigo, cebada, arroz y maíz (Webster & Weber, 2007).

El ciclo vital de Polymyxa es similar al de otros fitomixéos. Las esporas de reposo (cistosoras) germinan, liberando zoosporas que infectan las células de la raíz. En las células se forman plasmodios, que luego se transforman en zoosporangios o esporas de reposo (Draycott, 2006; Webster & Weber, 2007).

Papel como vectores de virus

La mayor importancia agronómica de Polymyxa spp. radica en que son vectores de virus peligrosos para las plantas.

Polymyxa betae y la rizomanía de la remolacha. P. betae transmite el virus del amarilleamiento necrótico de las nervaduras de la remolacha (Beet necrotic yellow vein virus, BNYVV), agente causal de la rizomanía, una de las enfermedades más peligrosas de la remolacha azucarera (Draycott, 2006). El virus se conserva en las esporas de reposo de P. betae y se transmite mediante zoosporas al infectar las raíces. La rizomanía puede reducir la cosecha de remolacha azucarera en un 50–60 % y más (Draycott, 2006).

Polymyxa graminis y los virus de los cereales. P. graminis transmite varios virus de cereales, incluidos el virus del mosaico del trigo (Wheat mosaic virus), el virus del mosaico estriado de la cebada (Barley stripe mosaic virus) y otros (Webster & Weber, 2007). Estos virus pueden causar pérdidas significativas de cosecha en cereales.

Medidas de control

La lucha contra Polymyxa spp. y los virus que transmiten presenta dificultades considerables, ya que las esporas de reposo pueden conservarse en el suelo durante muchos años (Draycott, 2006).

Rotación de cultivos. Una rotación prolongada con exclusión de cultivos susceptibles permite reducir la densidad de esporas de reposo en el suelo.

Variedades resistentes. La obtención de variedades resistentes de remolacha azucarera a la rizomanía es la dirección más prometedora. Sin embargo, como señala Draycott (2006), la resistencia a menudo está determinada por un solo gen (Rz) y puede ser superada por nuevos patotipos del virus.

Medidas agrotécnicas. La siembra temprana, un buen drenaje y evitar el exceso de humedad del suelo reducen el riesgo de infección (Draycott, 2006).

Olpidium

Olpidium es un género de protistas parásitos que durante mucho tiempo se consideró representante de los quitridiomicetos (Chytridiomycota), pero las investigaciones modernas han mostrado que este organismo está más cerca de otros grupos de protistas (Webster & Weber, 2007).

Olpidium brassicae parasita las raíces de la col y otras plantas, causando la formación de agallas pequeñas. Sin embargo, la mayor importancia de Olpidium radica en que es vector de virus, incluido el virus de la necrosis del tabaco (Tobacco necrosis virus) y el virus de las nervaduras gruesas de la lechuga (Lettuce big vein virus) (Agrios, 2005; Webster & Weber, 2007).

Ligniera

Ligniera es un género de fitomixéos que parasitan las raíces de diversas plantas. Estos organismos causan la formación de agallas pequeñas y pueden dañar cultivos agrícolas, aunque su importancia económica es menor que la de Plasmodiophora o Spongospora (Webster & Weber, 2007).

Otros fitomixéos

Además de los citados, a los fitomixéos pertenecen los géneros Sorodiscus, Woronina, Octomyxa y otros. La mayoría de ellos parasitan plantas acuáticas o algas y no tienen importancia agronómica sustancial (Alexopoulos, 1996; Webster & Weber, 2007).

Pared celular

Hongos (Eumycota). La pared celular contiene quitina y glucanos. La quitina es un polímero de N-acetilglucosamina que confiere resistencia y estabilidad frente a la degradación enzimática (Agrios, 2005).

Oomicetos (Oomycota). La pared celular contiene celulosa y glucanos, pero no quitina. Esto acerca a los oomicetos a las algas pardas y otros Stramenopiles (Agrios, 2005).

Fitomixéos (Phytomyxea). En la etapa vegetativa (plasmodio) no hay pared celular. El plasmodio está rodeado solo por la membrana plasmática y se encuentra en contacto directo con el citoplasma de la célula hospedadora (Webster & Weber, 2007; Alexopoulos, 1996). Las esporas de reposo tienen una pared gruesa que contiene quitina (Moxham & Buczacki, 1983).

Nutrición

Hongos. Los hongos son osmótrofos: absorben nutrientes disueltos a través de la pared celular. Muchos hongos secretan enzimas que destruyen las paredes celulares de las plantas y se alimentan de los productos de la hidrólisis (Agrios, 2005).

Oomicetos. Los oomicetos también son osmótrofos, pero su aparato enzimático difiere del de los hongos (Agrios, 2005).

Fitomixéos. Los fitomixéos son fagótrofos: absorben nutrientes mediante fagocitosis, capturando porciones del citoplasma de la célula hospedadora. Como señala Webster & Weber (2007), los plasmodios de P. brassicae son capaces de formar pseudópodos y engullir partes del citoplasma del hospedador.

Ciclos vitales

Hongos. Los ciclos vitales de los hongos son diversos e incluyen etapas tanto asexuales como sexuales. Muchos hongos forman micelio, una red de hifas que crecen y se ramifican (Agrios, 2005).

Oomicetos. Los oomicetos forman micelio cenocítico y se reproducen por zoosporas y oosporas. El proceso sexual es la oogamia (Agrios, 2005).

Fitomixéos. Los ciclos vitales de los fitomixéos incluyen la formación de plasmodios (masas multinucleadas de citoplasma), zoosporas y esporas de reposo. El proceso sexual no se ha estudiado por completo, pero se supone que está relacionado con la formación de esporas de reposo (Webster & Weber, 2007; Alexopoulos, 1996).

Características genéticas y moleculares

Hongos. Los hongos son eucariotas con núcleo verdadero. Sus células pueden contener uno o varios núcleos. Los marcadores genéticos (18S ARNr, ITS) se utilizan para la identificación y el análisis filogenético (Agrios, 2005).

Oomicetos. Los oomicetos son eucariotas, pero sus secuencias genéticas (18S ARNr) difieren significativamente de las de los hongos, lo que confirma su pertenencia a una línea evolutiva separada: Stramenopiles (Agrios, 2005).

Fitomixéos. Los fitomixéos son eucariotas con un tipo único de división nuclear (mitosis cruciforme). Sus secuencias de 18S ARNr los acercan a Cercozoa (Rhizaria), y no a los hongos u oomicetos (Adl et al., 2012; Webster & Weber, 2007).

Tabla resumen de diferencias

Características generales de los protistas fotótrofos

Los protistas fotótrofos son organismos capaces de realizar fotosíntesis, es decir, que utilizan la energía de la luz solar para sintetizar compuestos orgánicos a partir de dióxido de carbono y agua. En los suelos, los protistas fotótrofos están representados por varios grupos: algas verdes, diatomeas, euglenoides y cianobacterias (Raven et al., 2013; Geisen et al., 2018).

Es importante subrayar que las cianobacterias, aunque tradicionalmente se consideran junto con las algas, son procariotas y no pertenecen a los protistas. Sin embargo, en el contexto de la ecología del suelo a menudo se discuten junto con los protistas fotótrofos, ya que ocupan nichos ecológicos similares y desempeñan funciones similares (Weil, 2017; Raven et al., 2013).

Los protistas fotótrofos en los suelos se concentran principalmente en los horizontes superiores, adonde penetra suficiente luz para la fotosíntesis. Como señala Geisen et al. (2018), en algunos suelos los protistas fotosintéticos pueden constituir una parte significativa de la diversidad total de protistas, aunque su contribución a la biomasa total suele ser pequeña.

Algas del suelo

Las algas verdes (Chlorophyta) son el grupo más diverso de algas del suelo. Contienen clorofilas a y b, así como pigmentos auxiliares, y almacenan almidón como sustancia de reserva (Raven et al., 2013). En los suelos, las algas verdes están representadas por formas unicelulares y coloniales.

Los géneros más comunes de algas verdes del suelo son Chlamydomonas, Chlorella, Scenedesmus, Stichococcus, Chlorococcum (Raven et al., 2013; Geisen et al., 2018). Estos organismos son capaces de multiplicarse rápidamente en presencia de humedad y luz, formando características películas verdes en la superficie del suelo.

Las diatomeas (Bacillariophyceae) son el segundo grupo más importante de algas del suelo. Su característica distintiva es la presencia de un frústulo silíceo compuesto por dos valvas (Raven et al., 2013). En los suelos, las diatomeas se encuentran principalmente en hábitats húmedos, donde pueden formar costras biológicas.

Como señala Geisen et al. (2018), las diatomeas desempeñan un papel importante en el ciclo del silicio en los suelos. Sus frústulos silíceos se conservan en el suelo durante mucho tiempo después de la muerte de las células y pueden utilizarse para reconstrucciones paleoecológicas.

Los euglenoides (Euglenoidea) son un grupo de flagelados entre los que hay formas tanto fotótrofas como heterótrofas. Los euglenoides fotótrofos contienen clorofilas a y b y son capaces de realizar fotosíntesis, pero en ausencia de luz pueden pasar a una nutrición heterótrofa (Ruppert et al., 2008; Raven et al., 2013). En los suelos, los euglenoides son menos frecuentes que las algas verdes, pero pueden encontrarse en hábitats húmedos.

Cianobacterias

Las cianobacterias (Cyanobacteria) son organismos procariotas fotosintéticos que tradicionalmente se consideraban «algas verdeazuladas» (Raven et al., 2013; Weil, 2017). Las cianobacterias contienen clorofila a y ficobiliproteínas, lo que les confiere su característico color verdeazulado.

Las cianobacterias están ampliamente distribuidas en los suelos, especialmente en hábitats con exceso de humedad, como arrozales, pantanos y praderas húmedas (Weil, 2017). Son capaces de fijar nitrógeno atmosférico, lo que las convierte en un componente importante del ciclo del nitrógeno en los agroecosistemas.

Como señala Weil (2017), en los arrozales las cianobacterias pueden fijar de 2 a 40 kg de nitrógeno por hectárea al año, lo que constituye una parte significativa de la nutrición nitrogenada del arroz. Algunas cianobacterias forman asociaciones simbióticas con plantas, por ejemplo, con el helecho acuático Azolla, que se utiliza como biofertilizante en países del Sudeste Asiático (Weil, 2017).

En regiones áridas y semiáridas las cianobacterias son un componente importante de las costras biológicas del suelo (biocrusts). Como señala Weil (2017), estas costras están formadas por cianobacterias, algas, hongos, musgos y bacterias, que conjuntamente forman una comunidad compleja. Las biocostras protegen el suelo de la erosión, aumentan la infiltración de agua y enriquecen el suelo con nitrógeno.

Papel de los protistas fotótrofos en los agroecosistemas

Los protistas fotótrofos desempeñan un papel importante en los agroecosistemas, aunque su contribución a la biomasa total del suelo suele ser pequeña. Como señala Geisen et al. (2018), los protistas fotosintéticos contribuyen a la producción primaria de los ecosistemas edáficos, especialmente en regiones áridas y semiáridas.

En los arrozales y otros agroecosistemas con exceso de humedad, las cianobacterias fijan nitrógeno atmosférico, reduciendo la necesidad de fertilizantes nitrogenados (Weil, 2017). Además, las cianobacterias y las algas liberan polisacáridos que contribuyen a la agregación de las partículas del suelo y a la mejora de su estructura (Weil, 2017).

Sin embargo, la multiplicación masiva de protistas fotótrofos en cuerpos de agua puede provocar la «floración» del agua, lo que afecta negativamente a su calidad y puede causar la muerte de peces. En los agroecosistemas este fenómeno suele estar relacionado con la eutrofización: el aporte excesivo de nutrientes (nitrógeno y fósforo) con los fertilizantes (Weil, 2017; Raven et al., 2013).

Características generales de los protistas saprótrofos

Los protistas saprótrofos son organismos que se alimentan de materia orgánica muerta, descomponiéndola con ayuda de enzimas y absorbiendo los productos disueltos de la descomposición. Este tipo de nutrición se denomina osmotrofia (del griego osmos: absorción, trophe: nutrición) (Hickman et al., 2004; Geisen et al., 2018).

Los protistas saprótrofos desempeñan un papel importante en la descomposición de la materia orgánica en suelos y cuerpos de agua. Son capaces de descomponer un amplio espectro de compuestos orgánicos, incluidos celulosa, quitina, proteínas, lípidos y otros (Geisen et al., 2018).

Principales grupos de protistas saprótrofos

Entre los protistas saprótrofos son más comunes los oomicetos (Oomycota), que tradicionalmente se consideraban hongos, pero pertenecen a Stramenopiles (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018). Los oomicetos, como Saprolegnia, Achlya, Pythium, son descomponedores activos de materia orgánica en ecosistemas acuáticos y edáficos.

Como señala Geisen et al. (2018), muchos oomicetos son saprótrofos de vida libre que descomponen materia orgánica con ayuda de enzimas extracelulares. Otros oomicetos son parásitos facultativos u obligados de plantas y animales.

Además de los oomicetos, entre los protistas saprótrofos se incluyen algunos grupos de flagelados (por ejemplo, Bodo, Cercomonas), capaces tanto de fagocitar bacterias como de osmotrofia (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Papel de los protistas saprótrofos en la descomposición de materia orgánica

Los protistas saprótrofos contribuyen significativamente a la descomposición de la materia orgánica en suelos y cuerpos de agua. Como señala Geisen et al. (2018), los oomicetos y otros protistas saprótrofos son capaces de descomponer compuestos orgánicos complejos que no son degradados por las bacterias.

En los ecosistemas acuáticos los protistas saprótrofos desempeñan un papel clave en la descomposición de restos vegetales, animales muertos y otros materiales orgánicos (Geisen et al., 2018). En los suelos su papel está menos estudiado, pero probablemente también es significativo, especialmente en hábitats húmedos.

Los protistas saprótrofos liberan enzimas extracelulares que descomponen moléculas orgánicas complejas en compuestos simples, disponibles para la absorción. Estos compuestos son utilizados luego por los propios protistas u otros microorganismos (Geisen et al., 2018).

Interacción con otros microorganismos

Los protistas saprótrofos interactúan con otros microorganismos, principalmente bacterias y hongos, en el proceso de descomposición de la materia orgánica. Como señala Geisen et al. (2018), los protistas saprótrofos pueden competir con las bacterias por compuestos orgánicos simples, pero también pueden favorecer la descomposición de compuestos complejos inaccesibles para las bacterias.

Además, los protistas saprótrofos pueden ser consumidos por otros organismos, transfiriendo materia orgánica por la cadena trófica. Así, constituyen un eslabón importante en el flujo de energía y nutrientes en los ecosistemas (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Líquenes

Los líquenes son asociaciones simbióticas de hongos y organismos fotosintéticos (algas o cianobacterias). En los líquenes el hongo proporciona protección y absorción de agua y minerales, mientras que el socio fotosintético aporta sustancias orgánicas sintetizadas en el proceso de fotosíntesis (Raven et al., 2013; Weil, 2017).

Estrictamente hablando, los líquenes no son protistas, ya que su componente fúngico pertenece a Fungi, y el componente fotosintético puede ser tanto un protista (alga) como un procariota (cianobacteria). Sin embargo, en el contexto de la ecología del suelo los líquenes a menudo se consideran junto con los protistas, ya que su componente fotosintético puede ser un protista (Raven et al., 2013).

Los líquenes desempeñan un papel importante en la formación del suelo, especialmente sobre sustratos primarios, como rocas y rocas volcánicas. Liberan ácidos orgánicos que destruyen los minerales y favorecen la acumulación de materia orgánica (Raven et al., 2013; Weil, 2017).

En los agroecosistemas los líquenes son menos frecuentes que en hábitats naturales, ya que son sensibles a la contaminación y al impacto mecánico. Sin embargo, pueden utilizarse como indicadores del estado del medio ambiente (Raven et al., 2013).

Protistas mixótrofos

Los protistas mixótrofos son organismos que combinan la fotosíntesis con la nutrición heterótrofa (fagocitosis u osmotrofia). Como señala Geisen et al. (2018), la mixotrofia está ampliamente extendida entre los protistas y les permite sobrevivir en condiciones en que la fotosíntesis es imposible o insuficiente.

Ejemplos de protistas mixótrofos son algunos dinoflagelados (por ejemplo, Gymnodinium, Ceratium), capaces tanto de fotosíntesis como de fagocitosis (Ruppert et al., 2008; Geisen et al., 2018). En los suelos los protistas mixótrofos son menos frecuentes que en los cuerpos de agua, pero pueden encontrarse en hábitats húmedos.

La mixotrofia confiere a los protistas una ventaja en condiciones de iluminación variable y disponibilidad de nutrientes. Como señala Geisen et al. (2018), en suelos turbosos los protistas mixótrofos contribuyen significativamente a la secuestración de carbono.

Otras asociaciones simbióticas

Además de los líquenes, los protistas forman asociaciones simbióticas con otros organismos. Por ejemplo, algunos ciliados y flagelados viven en el intestino de termitas y otros animales, donde ayudan al hospedador a digerir la celulosa (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Otros protistas son endosimbiontes de invertebrados, por ejemplo, las zooxantelas (dinoflagelados) en los tejidos de los corales (Ruppert et al., 2008). Estas asociaciones simbióticas desempeñan un papel importante en el funcionamiento de los ecosistemas, aunque su significado en los agroecosistemas está menos estudiado.

Coccidios

Los coccidios (Coccidia) son un grupo de apicomplejos (Apicomplexa) que parasitan las células del intestino de los animales. Los géneros más conocidos son Eimeria, Isospora, Cryptosporidium, Toxoplasma (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Los coccidios causan la coccidiosis, enfermedad que se manifiesta con diarrea, deshidratación y pérdida de peso. En los animales de granja la coccidiosis puede provocar pérdidas económicas significativas (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Como señala Hickman et al. (2004), Eimeria es uno de los géneros de coccidios más importantes desde el punto de vista veterinario. Distintas especies de Eimeria parasitan a distintos animales: E. tenella en gallinas, E. bovis en ganado bovino, E. suis en cerdos. La coccidiosis en pollos puede causar una mortalidad masiva de aves, especialmente en condiciones de hacinamiento.

El ciclo vital de los coccidios incluye etapas de esquizogonia (división múltiple), gametogonia (formación de gametos) y esporogonia (formación de ooquistes). Los ooquistes se eliminan con las heces y pueden conservarse en el suelo durante mucho tiempo, infectando a nuevos hospedadores (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Piroplasmas

Los piroplasmas (Piroplasmida) son un grupo de apicomplejos que parasitan los eritrocitos de los animales. Los géneros más conocidos son Babesia, Theileria (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Los piroplasmas se transmiten mediante la picadura de garrapatas y causan enfermedades conocidas como piroplasmosis o babesiosis. En el ganado bovino la babesiosis se manifiesta con fiebre, anemia, ictericia y puede provocar la muerte de los animales (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Como señala Ruppert et al. (2008), los piroplasmas tienen un ciclo vital complejo que incluye la alternancia de hospedadores (vertebrados y garrapatas). En el organismo del vertebrado el parásito se multiplica en los eritrocitos, causando su destrucción. En el organismo de la garrapata el parásito realiza el ciclo sexual y se transmite a la siguiente generación de garrapatas a través de los huevos.

Importancia veterinaria

Los coccidios y los piroplasmas tienen una importancia veterinaria considerable, ya que causan enfermedades en animales de granja y mascotas. Como señalan Hickman et al. (2004) y Ruppert et al. (2008), estas enfermedades pueden provocar pérdidas económicas significativas en la ganadería.

Las medidas de control de la coccidiosis incluyen el uso de coccidiostáticos (fármacos que suprimen el desarrollo de los coccidios), el cumplimiento de la higiene en el alojamiento de los animales y tratamientos profilácticos. La lucha contra las piroplasmosis incluye la eliminación de las garrapatas vectores y el uso de fármacos antiparasitarios (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Giardia duodenalis (lamblia)

Giardia duodenalis (también conocida como G. lamblia o G. intestinalis) es un flagelado que parasita el intestino delgado del ser humano y otros mamíferos. Este parásito causa la giardiasis, enfermedad que se manifiesta con diarrea, hinchazón abdominal, náuseas y malestar general (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Como señala Hickman et al. (2004), Giardia tiene una característica forma de pera con dos núcleos y ocho flagelos. El parásito se adhiere a la pared del intestino con ayuda de un disco especial y se alimenta a expensas del hospedador.

Los quistes de Giardia se eliminan con las heces y pueden conservarse en el suelo y el agua durante varias semanas e incluso meses. La infección se produce al consumir agua o alimentos contaminados, así como por contacto con superficies contaminadas (Hickman et al., 2004; Bonkowski et al., 2012).

La giardiasis está ampliamente extendida en todo el mundo, especialmente en países con bajo nivel de saneamiento. En los países desarrollados los brotes de giardiasis suelen estar relacionados con la contaminación del agua potable o de cuerpos de agua utilizados para bañarse (Hickman et al., 2004).

Entamoeba histolytica (ameba disentérica)

Entamoeba histolytica es una ameba que parasita el intestino grueso del ser humano. Este parásito causa la disentería amebiana, enfermedad que se manifiesta con diarrea sanguinolenta, dolores abdominales y fiebre (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Como señala Hickman et al. (2004), E. histolytica puede penetrar en la pared del intestino, causando la formación de úlceras. En casos graves el parásito puede diseminarse al hígado y otros órganos, causando abscesos.

Los quistes de E. histolytica se eliminan con las heces y pueden conservarse en el suelo y el agua. La infección se produce al consumir agua o alimentos contaminados. La disentería amebiana está ampliamente extendida en regiones tropicales y subtropicales, donde las condiciones sanitarias son deficientes (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Toxoplasma gondii (toxoplasma)

Toxoplasma gondii es un apicomplejo que parasita las células de diversos tejidos del ser humano y los animales. Este parásito causa la toxoplasmosis, que en personas sanas suele ser asintomática, pero puede ser peligrosa para mujeres embarazadas y personas inmunodeprimidas (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Como señala Hickman et al. (2004), el hospedador definitivo de T. gondii son los gatos, en cuyo intestino el parásito realiza el ciclo sexual y forma ooquistes. Los ooquistes se eliminan con las heces de los gatos y pueden conservarse en el suelo durante mucho tiempo.

La infección humana se produce al consumir carne insuficientemente cocida que contiene quistes tisulares, o al contacto con suelo contaminado con heces de gato. La toxoplasmosis puede causar complicaciones graves en mujeres embarazadas (toxoplasmosis congénita) y en personas inmunodeprimidas (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

Otros parásitos del ser humano

Además de los citados, entre los protistas que parasitan al ser humano se encuentran:

• Cryptosporidium parvum — causa criptosporidiosis, que se manifiesta con diarrea. Los ooquistes pueden conservarse en el suelo y el agua y son resistentes a la cloración (Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008).

• Cyclospora cayetanensis — causa ciclosporiasis, caracterizada por diarrea. Los ooquistes se eliminan con las heces y pueden contaminar el suelo y el agua (Hickman et al., 2004).

• Balantidium coli — ciliado que parasita el intestino del ser humano y los cerdos. Causa balantidiasis, que se manifiesta con diarrea (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

• Naegleria fowleri — ameba que habita en el suelo y el agua. Puede causar meningoencefalitis amebiana primaria, enfermedad rara pero extremadamente peligrosa (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

• Acanthamoeba spp. — amebas ampliamente distribuidas en el suelo y el agua. Pueden causar queratitis (inflamación de la córnea) y encefalitis amebiana granulomatosa en personas inmunodeprimidas (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Importancia sanitaria y medidas de prevención

Los protistas parásitos del ser humano tienen una importancia sanitaria considerable, especialmente en el contexto de la contaminación del suelo y el agua. Como señala Bonkowski et al. (2012), muchos protistas parásitos pueden conservarse en el suelo en forma de quistes u ooquistes durante mucho tiempo e infectar a las personas al contacto con suelo contaminado o al consumir productos contaminados.

Las medidas de prevención incluyen el cumplimiento de las normas de higiene personal, el uso de agua limpia, el tratamiento térmico cuidadoso de la carne y las hortalizas, así como la protección del suelo y el agua frente a la contaminación fecal (Bonkowski et al., 2012; Hickman et al., 2004).

Debe prestarse especial atención al estado sanitario del suelo en los agroecosistemas, ya que la contaminación del suelo con protistas patógenos puede provocar la infección de cultivos y animales y, a través de ellos, del ser humano (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Los protistas como «caballos de Troya» para bacterias patógenas

Merece especial atención el papel de las amebas de vida libre (por ejemplo, Acanthamoeba, Naegleria, Hartmannella) como reservorios de bacterias patógenas. Como señalan Bonkowski et al. (2012) y Geisen et al. (2018), bacterias como Legionella, Chlamydia, Listeria, Salmonella y Mycobacterium pueden sobrevivir y multiplicarse dentro de las células de las amebas.

Este fenómeno se ha denominado «caballo de Troya» del mundo microbiano: las amebas protegen a las bacterias de las condiciones ambientales desfavorables y de los desinfectantes, y en determinadas condiciones las bacterias pueden abandonar la ameba e infectar al ser humano (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Como señala Geisen et al. (2018), la coevolución de las bacterias dentro de las amebas pudo haber llevado a que adquirieran la capacidad de superar el sistema inmunitario humano. Esto hace que el problema de la interacción entre protistas y bacterias patógenas sea importante no solo para la ecología, sino también para la medicina.

Problemas del diagnóstico de enfermedades protísticas

El diagnóstico de las enfermedades causadas por protistas presenta dificultades significativas, ya que los síntomas de estas enfermedades a menudo son similares a los de las infecciones fúngicas y oomicéticas. Como señala Agrios (2005), la hernia de la col y la sarna pulverulenta de la patata pueden diagnosticarse erróneamente como enfermedades fúngicas, lo que conduce a una elección incorrecta de las medidas de control.

Además, los métodos tradicionales de diagnóstico basados en la microscopía requieren una alta cualificación y no siempre permiten distinguir los protistas de los hongos en las etapas tempranas de la infección. Como señala Tso et al. (2021), para Plasmodiophora brassicae es característica una fase latente prolongada, cuando los síntomas aún no se manifiestan, pero el patógeno ya está presente en el suelo.

Métodos moleculares de diagnóstico

Los métodos moleculares modernos permiten diagnosticar las enfermedades protísticas en etapas tempranas y con alta precisión. Como señala Tso et al. (2021), para el diagnóstico de P. brassicae se han desarrollado pruebas de PCR basadas en la amplificación de regiones específicas del genoma.

Diagnóstico por PCR de la hernia de la col. Las primeras pruebas de PCR para el diagnóstico de P. brassicae se desarrollaron a finales de la década de 1990. Como señala Tso et al. (2021), Ito et al. (1999) desarrollaron una PCR anidada basada en el gen de la isopenteniltransferasa, y Faggian et al. (1999), basada en la región ITS del ADN ribosomal. Estas pruebas permiten detectar el patógeno en el suelo con una concentración de solo 10³ esporas de reposo por gramo de suelo (Tso et al., 2021).

PCR cuantitativa (qPCR). Para la evaluación cuantitativa del inóculo de P. brassicae en el suelo se han desarrollado pruebas de qPCR que permiten determinar la densidad de esporas de reposo. Como señala Tso et al. (2021), estas pruebas pueden utilizarse para evaluar el riesgo de infección de los campos y elegir variedades resistentes.

Otros métodos. Para el diagnóstico de Spongospora subterranea también se han desarrollado pruebas de PCR basadas en la amplificación de regiones específicas del genoma (Tso et al., 2021; Draycott, 2006). Para Polymyxa spp. se han desarrollado pruebas de PCR multiplex que permiten detectar simultáneamente varias especies (Draycott, 2006).

Patotipificación de protistas

La determinación de patotipos (razas) de protistas tiene gran importancia para la elección de variedades resistentes y el desarrollo de estrategias de control. Como señala Tso et al. (2021), para P. brassicae se han desarrollado conjuntos diferenciales que permiten distinguir patotipos por su virulencia en distintas variedades de plantas.

Conjuntos diferenciales. El conjunto clásico de Williams (Williams, 1966) incluye cuatro hospedadores diferenciales y permite distinguir hasta 16 patotipos. El conjunto europeo ECD (Buczacki et al., 1975) incluye 15 hospedadores. El conjunto canadiense CCD (Strelkov et al., 2018) incluye 13 genotipos y permite distinguir más patotipos que los conjuntos anteriores (Tso et al., 2021).

Patotipificación molecular. Como señala Tso et al. (2021), en los últimos años se han desarrollado métodos moleculares de patotipificación de P. brassicae basados en el análisis del polimorfismo del ADN. Estos métodos permiten determinar rápida y precisamente los patotipos sin necesidad de laboriosos biotests.

Problemas de la patotipificación. Como señala Tso et al. (2021), los conjuntos diferenciales existentes se basan en caracteres fenotípicos (virulencia) que no siempre corresponden a las diferencias genéticas. Además, los biotests requieren mucho tiempo (6 semanas) y grandes costes de trabajo.

Recomendaciones prácticas para el diagnóstico

Para un diagnóstico eficaz de las enfermedades protísticas se recomienda un enfoque integral que incluya:

1. Inspección visual de las plantas para detectar síntomas característicos (agallas en las raíces, pústulas en los tubérculos) (Agrios, 2005).

2. Microscopía para detectar esporas de reposo o plasmodios en los tejidos vegetales (Tso et al., 2021).

3. Diagnóstico molecular (PCR, qPCR) para confirmar el diagnóstico y evaluar cuantitativamente el inóculo (Tso et al., 2021).

4. Patotipificación para determinar la raza del patógeno y elegir variedades resistentes (Tso et al., 2021).

Por qué los protistas pueden ser indicadores

Los protistas poseen una serie de propiedades que los hacen indicadores convenientes del estado del suelo (Geisen et al., 2018):

• Tiempo de generación corto (horas-días) que les permite reaccionar rápidamente a los cambios de condiciones.
• Alta diversidad y relevancia funcional.
• Sensibilidad a los cambios ambientales (humedad, temperatura, pH, contaminación).
• Posibilidad de evaluación cuantitativa mediante métodos moleculares (Lentendu et al., 2022).

Como señala Geisen et al. (2018), la composición y proporción de grupos de protistas pueden indicar el estado de la red trófica edáfica, el nivel de materia orgánica, el pH y otros parámetros.

Composición y proporción de grupos como indicadores

Distintos grupos de protistas reaccionan de manera diferente a los cambios en las condiciones del suelo. Esto permite utilizarlos como indicadores (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Acidez del suelo. En suelos ácidos predominan las amebas testadas, mientras que en los neutros predominan las amebas desnudas y los ciliados (Bonkowski et al., 2012). Como señala Geisen et al. (2018), las amebas testadas son especialmente numerosas en pantanos y turberas con pH bajo.

Materia orgánica. En suelos con alto contenido de materia orgánica hay mayor densidad de ciliados y flagelados, mientras que en suelos pobres hay más amebas (Bonkowski et al., 2012).

Proporción de formas depredadoras y bacteriófagas. El predominio de protistas depredadores indica madurez y estabilidad de la comunidad, mientras que el predominio de bacteriófagos indica juventud e inestabilidad (Geisen et al., 2018).

Humedad. Los protistas son sensibles a la humedad del suelo. Como señala Geisen et al. (2018), en condiciones de sequía la densidad y diversidad de protistas disminuyen, y en condiciones de exceso de humedad aumentan.

Uso de protistas para evaluar el impacto de las agrotecnologías

Los protistas pueden utilizarse para evaluar el impacto de las agrotecnologías en la salud del suelo (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Laboreo del suelo. El laboreo intensivo reduce la densidad y la diversidad de protistas, especialmente de las formas grandes (Bonkowski et al., 2012). Como señala Geisen et al. (2018), el laboreo mínimo (no-till) favorece la conservación de comunidades de protistas más diversas.

Fertilizantes. La aplicación de fertilizantes orgánicos aumenta la densidad de protistas y estimula su actividad (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018). Los fertilizantes minerales ejercen una influencia menos marcada, pero pueden modificar la composición de las comunidades.

Pesticidas. Los pesticidas pueden ejercer tanto un efecto tóxico directo sobre los protistas como un efecto indirecto a través del cambio en la densidad de su alimento (bacterias y hongos) (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012).

Perspectivas de uso de protistas como bioindicadores

A pesar de las perspectivas prometedoras, el uso de protistas como bioindicadores aún es limitado. Como señala Geisen et al. (2018), los principales obstáculos incluyen:

• Falta de conocimientos sobre la taxonomía y ecología de muchos grupos.
• Ausencia de métodos de evaluación estandarizados.
• Alta variabilidad de las comunidades en el espacio y el tiempo.

No obstante, con el desarrollo de métodos moleculares (metabarcoding de 18S ARNr) y la acumulación de datos, los protistas pueden convertirse en una herramienta importante para evaluar la salud del suelo en agroecosistemas (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022).

Mecanismo directo de biocontrol

Los protistas depredadores son capaces de consumir directamente microorganismos fitopatógenos, incluidos hongos, oomicetos y bacterias. Como señala Fujino et al. (2025), este mecanismo se ha denominado «directo» (direct mechanism) de biocontrol.

Ejemplos de biocontrol directo. Como señala Fujino et al. (2025), las amebas Acanthamoeba y Mayorella son capaces de consumir esporas de Fusarium culmorum, un patógeno peligroso de muchos cultivos. El ciliado Colpoda es capaz de consumir Ralstonia solanacearum, agente causal de la marchitez bacteriana del tomate.

Eficacia. Como señalan Fujino et al. (2025), la eficacia del biocontrol directo depende de la densidad de protistas, sus preferencias alimentarias y la densidad del patógeno. En condiciones de laboratorio los protistas pueden reducir la densidad de patógenos en un 50–90 %.

Mecanismo indirecto de biocontrol

El mecanismo indirecto (indirect mechanism) consiste en que los protistas estimulan la actividad de bacterias antagonistas de fitopatógenos. Como ya se señaló en la lección 3, los protistas crean una presión selectiva que favorece a las bacterias productoras de antibióticos y otros compuestos defensivos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Ejemplos de biocontrol indirecto. Como señala Fujino et al. (2025), en presencia de protistas las bacterias Pseudomonas fluorescens producen más antibióticos que inhiben el crecimiento de hongos fitopatógenos. Este efecto se confirmó en condiciones de campo: la adición de fertilizantes orgánicos aumentaba la densidad de protistas, lo que estimulaba la actividad de bacterias antagonistas y reducía la incidencia de enfermedades en las plantas.

Sinergia con fertilizantes orgánicos. Como señala Fujino et al. (2025), los fertilizantes orgánicos aumentan la densidad de protistas, que a su vez estimulan la actividad de bacterias antagonistas. Esta sinergia puede utilizarse para desarrollar estrategias de biocontrol.

Perspectivas de uso de protistas como agentes de biocontrol

A pesar de los resultados prometedores, el uso de protistas como agentes de biocontrol sigue en fase experimental. Como señala Fujino et al. (2025), la mayoría de los estudios se realizaron en condiciones de laboratorio y solo unos pocos en campo.

Ventajas de los protistas. Los protistas poseen una serie de ventajas frente a bacterias y hongos como agentes de biocontrol: son capaces de sobrevivir en el suelo en forma de quistes durante mucho tiempo, son resistentes a condiciones desfavorables y pueden ser introducidos en el suelo con fertilizantes orgánicos (Fujino et al., 2025; Geisen et al., 2018).

Problemas y limitaciones. Como señala Fujino et al. (2025), los principales problemas incluyen:

• Falta de conocimientos sobre la especificidad de los protistas hacia los patógenos.
• Dificultad de escalar la producción de protistas.
• Ausencia de métodos de aplicación estandarizados.

Perspectivas. Como señalan Fujino et al. (2025) y Geisen et al. (2018), las investigaciones futuras deben orientarse a:

• El cribado de protistas eficaces contra patógenos concretos.
• El desarrollo de métodos de cultivo masivo de protistas.
• La realización de ensayos de campo para evaluar la eficacia del biocontrol.

Laboreo del suelo

El laboreo del suelo es uno de los factores más significativos que influyen en las comunidades de protistas. Como señala Bonkowski et al. (2012), el laboreo intensivo (arado, cultivación) destruye los agregados del suelo, modifica el espacio poroso y reduce la densidad y la diversidad de protistas.

Influencia sobre distintos grupos. Como señala Geisen et al. (2018), los protistas grandes (ciliados, amebas testadas) son más sensibles al laboreo que los pequeños (flagelados, amebas desnudas). En los suelos laboreados predominan las formas pequeñas, capaces de colonizar rápidamente hábitats alterados.

Comparación con no-till. Como señala Bonkowski et al. (2012), en los sistemas de no-till (sin laboreo) la densidad y la diversidad de protistas son mayores que en los sistemas tradicionales. Esto se debe a la conservación de la estructura del suelo y de la materia orgánica.

Fertilizantes

La aplicación de fertilizantes ejerce una influencia significativa sobre las comunidades de protistas. Como señala Geisen et al. (2018), los fertilizantes orgánicos (estiércol, compost) aumentan la densidad y la diversidad de protistas, ya que contienen materia orgánica que estimula el crecimiento de bacterias, alimento de los protistas.

Fertilizantes orgánicos. Como señala Fujino et al. (2025), los fertilizantes orgánicos aumentan la densidad de protistas depredadores y estimulan su actividad. Esto, a su vez, estimula la actividad de bacterias antagonistas y reduce la incidencia de enfermedades en las plantas.

Fertilizantes minerales. Como señala Geisen et al. (2018), los fertilizantes minerales ejercen una influencia menos marcada sobre los protistas, pero pueden modificar la composición de las comunidades. Las dosis altas de fertilizantes nitrogenados pueden reducir la diversidad de protistas debido a la acidificación del suelo.

Pesticidas

Los pesticidas pueden ejercer tanto una influencia directa como indirecta sobre las comunidades de protistas. Como señala Geisen et al. (2018), el efecto tóxico directo de los pesticidas sobre los protistas está insuficientemente estudiado, pero algunas investigaciones muestran que los herbicidas y los insecticidas pueden reducir la densidad y la diversidad de protistas.

Influencia indirecta. Como señala Bonkowski et al. (2012), los pesticidas pueden influir en los protistas indirectamente, a través del cambio en la densidad de su alimento (bacterias y hongos). Por ejemplo, los fungicidas que suprimen los hongos pueden reducir la densidad de protistas micótrofos.

Resistencia a los pesticidas. Como señala Geisen et al. (2018), algunos protistas poseen resistencia a los pesticidas y pueden acumularse en suelos tratados. Esto puede alterar las cadenas tróficas y reducir el potencial de biocontrol del suelo.

Rotación de cultivos y cultivos de cobertura

La rotación de cultivos y los cultivos de cobertura ejercen una influencia significativa sobre las comunidades de protistas. Como señala Geisen et al. (2018), la diversidad de plantas en la rotación favorece la diversidad de protistas, ya que distintas plantas liberan distintos exudados radiculares que estimulan diferentes grupos de bacterias y hongos.

Cultivos de cobertura. Como señala Weil (2017), los cultivos de cobertura (por ejemplo, centeno, colza, rábano) aumentan la densidad y la diversidad de protistas, especialmente en la rizosfera. Esto se debe al aporte de materia orgánica y a la estimulación de la actividad microbiana.

Influencia sobre el biocontrol. Como señala Fujino et al. (2025), los cultivos de cobertura pueden estimular el potencial de biocontrol del suelo, aumentando la densidad de protistas depredadores y bacterias antagonistas.

Protistas y degradación de contaminantes

Los protistas pueden participar en la degradación de contaminantes orgánicos (derivados del petróleo, pesticidas, residuos industriales) tanto directa como indirectamente (Geisen et al., 2018).

Degradación directa. Como señala Geisen et al. (2018), algunos protistas son capaces de degradar contaminantes orgánicos con ayuda de enzimas extracelulares. Por ejemplo, los oomicetos y algunos flagelados son capaces de degradar derivados del petróleo e hidrocarburos clorados.

Degradación indirecta. Como señala Geisen et al. (2018), los protistas estimulan la actividad de bacterias que degradan contaminantes. Al consumir bacterias, los protistas liberan nutrientes que estimulan el crecimiento de bacterias degradadoras.

Protistas y metales pesados

Los protistas pueden acumular metales pesados (plomo, cadmio, cobre, zinc) y participar así en su detoxificación. Como señala Geisen et al. (2018), algunos protistas (por ejemplo, las amebas testadas) son capaces de acumular metales en sus conchas, que luego se entierran en el suelo.

Bioindicación de la contaminación. Como señala Geisen et al. (2018), la composición de las comunidades de protistas puede utilizarse para indicar la contaminación del suelo por metales pesados. Algunas especies de protistas son sensibles a los metales, otras son resistentes, lo que permite utilizarlas como bioindicadores.

Protistas y contaminantes orgánicos

Los protistas pueden participar en la degradación de contaminantes orgánicos, incluidos pesticidas y derivados del petróleo. Como señala Geisen et al. (2018), algunos protistas son capaces de degradar estos compuestos con ayuda de enzimas extracelulares.

Sinergia con bacterias. Como señala Geisen et al. (2018), los protistas y las bacterias actúan sinérgicamente en la degradación de contaminantes orgánicos. Los protistas consumen bacterias, estimulando su crecimiento y actividad, y también liberan nutrientes necesarios para la degradación.

Perspectivas de biorremediación con uso de protistas

A pesar de las perspectivas prometedoras, el uso de protistas en biorremediación sigue en fase experimental. Como señala Geisen et al. (2018), los principales problemas incluyen:

• Falta de conocimientos sobre la capacidad de los protistas de degradar contaminantes concretos.
• Dificultad de escalar los procesos de biorremediación.
• Ausencia de métodos estandarizados de evaluación de la eficacia.

Perspectivas. Como señala Geisen et al. (2018), las investigaciones futuras deben orientarse a:

• El cribado de protistas eficaces en la degradación de contaminantes concretos.
• El estudio de la sinergia entre protistas y bacterias en la biorremediación.
• El desarrollo de métodos de introducción de protistas en suelos contaminados.

Microscopía óptica

La microscopía óptica es el método tradicional y más accesible para el estudio de los protistas. Como señala Abraham et al. (2019), para la observación de protistas vivos se utilizan estereomicroscopios y microscopios con óptica de contraste de fases o de contraste de interferencia diferencial.

Observación de células vivas. Para estudiar la morfología de los protistas, las células se colocan en un portaobjetos en una gota de agua o medio de cultivo. Sin embargo, el movimiento activo de muchos protistas dificulta su observación. Para ralentizar el movimiento se utilizan diversos agentes: metilcelulosa, polyoxiresin WSR, Protoslo (Abraham et al., 2019). Estas sustancias aumentan la viscosidad del medio y ralentizan el movimiento, pero pueden modificar la forma de las células y causar cambios premortales, por lo que su uso es limitado (Abraham et al., 2019).

Inmovilización de células. Un método más preferible es la inmovilización de las células con ayuda de una micropipeta y un cubreobjetos con «patas» de vaselina. Las células se comprimen ligeramente entre el portaobjetos y el cubreobjetos, lo que permite observar su morfología sin exposición química (Abraham et al., 2019). También se utilizan microcompresores comerciales (Skovorodkin, 1990).

Caracteres morfológicos. En la microscopía óptica se tienen en cuenta el tamaño, la forma de la célula, la presencia y estructura de la concha (en amebas testadas), la disposición de los flagelos o cilios, la estructura del aparato nuclear (en ciliados: macro- y micronúcleos), la presencia y disposición de vacuolas e inclusiones digestivas (Bonkowski et al., 2012; Ruppert et al., 2008).

Métodos especiales de tinción

Para revelar detalles morfológicos finos se emplean diversos métodos de tinción.

Impregnación con plata. Como señala Abraham et al. (2019), la impregnación con plata es el método más ampliamente utilizado para estudiar la morfología de los ciliados. Existen tres protocolos principales: impregnación con carbonato de plata (Fernandez-Galiano, 1976), con nitrato de plata (Chatton & Lwoff, 1930) y con proteinato de plata (protargol) (Wilbert, 1975). Estos métodos revelan la disposición de los cinetosomas, la infraciliatura, las líneas argénticas y el aparato nuclear (Abraham et al., 2019).

Protargol. El protargol (proteinato de plata) es el método más valioso para la taxonomía de los ciliados, ya que revela tanto la ciliatura como el aparato nuclear (Abraham et al., 2019). Sin embargo, el protargol ya no se produce comercialmente y debe sintetizarse en el laboratorio (Pan et al., 2013). El procedimiento incluye fijación, tinción en solución de protargol, revelado y montaje en bálsamo (Abraham et al., 2019).

Tinción con FLUTAX. Como señala Abraham et al. (2019), el FLUTAX (derivado fluorescente del taxol) se une a los microtúbulos y permite visualizar la ciliatura y otras estructuras microtubulares. Este método es más rápido y sencillo que la impregnación con plata, pero no proporciona preparaciones permanentes (Arregui et al., 2003).

Tinción de Feulgen. Para la detección selectiva del aparato nuclear se utiliza la reacción de Feulgen, que tiñe el ADN de color carmesí (Abraham et al., 2019). Este método permite estudiar la forma, el tamaño y la disposición de los macro- y micronúcleos.

Tinción con DAPI. El DAPI es un colorante fluorescente que se une al ADN. Se utiliza para la visualización rápida de los núcleos de los protistas mediante microscopía de epifluorescencia (Abraham et al., 2019; Zhan et al., 2014). Sin embargo, las preparaciones teñidas con DAPI no son adecuadas para el almacenamiento prolongado.

FISH (hibridación in situ fluorescente). Como señala Abraham et al. (2019), la FISH permite identificar protistas en muestras complejas con ayuda de sondas oligonucleotídicas marcadas con fluorescencia que se hibridan con secuencias diana de ARNr. Este método permite identificar simultáneamente el taxón y estudiar su morfología (Fried et al., 2002; Zhan et al., 2014).

Microscopía electrónica

La microscopía electrónica (ME) permite estudiar la ultraestructura de los protistas, que es importante para la taxonomía y la filogenia.

Microscopía electrónica de barrido (MEB). La MEB ofrece una imagen tridimensional de la superficie celular y permite estudiar detalles morfológicos difíciles de revelar con microscopía óptica (Abraham et al., 2019). El procedimiento incluye fijación en una mezcla de OsO₄ y HgCl₂, deshidratación, secado en punto crítico y recubrimiento con oro (Abraham et al., 2019). La MEB se utiliza para estudiar conchas de amebas testadas, frústulos de diatomeas y la superficie de ciliados.

Microscopía electrónica de transmisión (MET). La MET permite estudiar la ultraestructura interna de la célula: estructura de mitocondrias, cloroplastos, envoltura nuclear, aparato flagelar, cinetosomas, alvéolos (Ruppert et al., 2008; Adl et al., 2012). Los caracteres ultraestructurales se utilizan ampliamente en la taxonomía moderna de protistas (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Aislamiento y cultivo de protistas

El cultivo de protistas permite obtener cultivos puros para un estudio detallado de su morfología, fisiología y genética. Como señala Bonkowski et al. (2012), para aislar protistas del suelo se utilizan métodos de dilución, enriquecimiento y clonación.

Método de diluciones límite. La suspensión de suelo se diluye secuencialmente en agua estéril o medio de cultivo y luego se siembra en pocillos de placas de 96 pocillos. Como señala Lentendu et al. (2022), para el cultivo de protistas se utiliza solución salina de ameba (Page, 1988) con adición de Escherichia coli como alimento. Las condiciones óptimas son: 50 μl de dilución 1:1000 de suspensión de suelo y 100 μl de solución de ameba con células de E. coli (10⁷ células/ml) (Lentendu et al., 2022).

Método de migración. Para separar distintos tipos de protistas se utiliza el método de migración (Neff, 1958), basado en la capacidad de los protistas de desplazarse activamente a través de puentes de agar (Lentendu et al., 2022).

Clonación. Para obtener cultivos axénicos (sin contaminantes) se utilizan antibióticos (Jones et al., 1973). Sin embargo, la mayoría de los protistas del suelo no pueden cultivarse en medios estándar (Geisen et al., 2018).

Método del número más probable (MPN)

El método del número más probable (Most Probable Number, MPN) es un método cuantitativo para estimar la densidad de protistas en el suelo. Como señala Bonkowski et al. (2012), el MPN se basa en la estimación estadística del número de células viables a partir de los resultados de su crecimiento en diluciones sucesivas.

El MPN es el único método cuantitativo práctico para organismos que se encuentran en el suelo en concentraciones de 10³–10⁴ células/g (Bonkowski et al., 2012). Sin embargo, el método tiene desventajas: es laborioso, requiere mucho tiempo (hasta varias semanas) y ofrece estimaciones sesgadas (Adl, 2003).

Limitaciones de los métodos de cultivo

Los métodos de cultivo tienen una serie de limitaciones:

• La mayoría de los protistas del suelo no crece en medios estándar (Geisen et al., 2018).
• El cultivo requiere grandes costes de tiempo y trabajo.
• Algunos protistas (por ejemplo, parásitos obligados) no pueden cultivarse fuera del organismo hospedador (Webster & Weber, 2007).
• Los resultados del cultivo pueden no reflejar la diversidad real de la comunidad (Lentendu et al., 2022).

Extracción de ADN

Los métodos moleculares comienzan con la extracción de ADN total del suelo o de cultivos puros de protistas. Como señala Lentendu et al. (2022), para la extracción de ADN del suelo se utilizan kits comerciales como DNeasy PowerSoil (Qiagen) o NucleoSpin Soil (MACHEREY-NAGEL). Normalmente se utilizan 0,25–0,3 g de suelo (Lentendu et al., 2022).

PCR y genes marcadores

Para la identificación de protistas se utilizan diversos genes marcadores. Como señala Lentendu et al. (2022), el más utilizado es el gen 18S ARNr, que contiene tanto regiones conservadas como variables.

Gen 18S ARNr. Es el marcador más popular para el metabarcoding de protistas. Como señala Lentendu et al. (2022), se utilizan las regiones hipervariables V4 y V9. La región V4 (unos 380–420 pb) ofrece más información filogenética, pero tiene mayor variabilidad de longitud. La región V9 (unos 120–150 pb) es más corta, lo que la hace conveniente para la secuenciación en plataformas de lecturas cortas (Illumina MiSeq 2×150 pb), pero es menos informativa (Lentendu et al., 2022).

Cebadores. Para la amplificación de la región V4 se utilizan los cebadores TAReuk454FWD1 y TAReukREV3 (Stoeck et al., 2010; Lentendu et al., 2022). Para la región V9, los cebadores 1389F y 1510R (Amaral-Zettler et al., 2009). Para grupos específicos (por ejemplo, cercozoos, ciliados) se han desarrollado cebadores grupo-específicos (Lentendu et al., 2022).

ITS y COI. Para algunos grupos de protistas se utilizan las regiones ITS (espaciadores transcritos internos) y el gen COI (citocromo oxidasa I). Como señala Lentendu et al. (2022), el ITS se utiliza para estudios filogenéticos a nivel de especie, y el COI, para algunos grupos (por ejemplo, diatomeas).

Metabarcoding y secuenciación de alto rendimiento

El metabarcoding es un método basado en la amplificación y secuenciación de un gen marcador a partir del ADN total extraído del suelo. Como señala Lentendu et al. (2022), este enfoque permite detectar cientos y miles de unidades taxonómicas operativas (OTU) o variantes de secuencia de amplicón (ASV) en una sola muestra.

Etapas del metabarcoding. Como señala Lentendu et al. (2022), el proceso incluye:

1. Extracción de ADN del suelo.

2. Amplificación por PCR del gen marcador con cebadores con códigos de barras.

3. Purificación y cuantificación de los productos de PCR.

4. Combinación de muestras en concentraciones equimolares.

5. Secuenciación en la plataforma Illumina MiSeq (2×300 pb o 2×250 pb).

6. Procesamiento bioinformático: filtrado, eliminación de cebadores y códigos de barras, agrupamiento en ASV, identificación taxonómica (Lentendu et al., 2022).

Herramientas bioinformáticas. Como señala Lentendu et al. (2022), para el procesamiento de datos se utilizan Cutadapt (Martin, 2011), VSEARCH (Rognes et al., 2016), DADA2 (Callahan et al., 2016). DADA2 permite distinguir ASV con precisión de un nucleótido, lo que es importante para detectar especies crípticas (Lentendu et al., 2022).

Bases de datos de referencia

Para la identificación taxonómica de las secuencias se utilizan bases de datos especializadas. Como señala Lentendu et al. (2022), para los protistas las más importantes son:

• PR² (Protist Ribosomal Reference database): base de datos curada de secuencias de 18S ARNr de protistas (Guillou et al., 2013).
• SILVA: base de datos integral de ARN ribosomal para todos los dominios de la vida, incluidos los protistas (Quast et al., 2012). SILVA contiene más de 3 millones de secuencias de ARNr SSU y LSU (Quast et al., 2012).
• MIDORI: base de datos de secuencias mitocondriales para el metabarcoding de animales (Leray et al., 2022).

Métodos moleculares cuantitativos

qPCR (PCR cuantitativa). Como señala Tso et al. (2021), la qPCR permite evaluar cuantitativamente la densidad de protistas patógenos en el suelo. Para Plasmodiophora brassicae se han desarrollado pruebas de qPCR basadas en sondas TaqMan (Wallenhammar et al., 2012; Deora et al., 2015).

ddPCR (PCR digital de gotas). Como señala Tso et al. (2021), la ddPCR es un método de evaluación cuantitativa más preciso, menos sensible a los inhibidores de la PCR. Se ha utilizado para la cuantificación de P. brassicae en el suelo (Wen et al., 2020).

PMA-qPCR. Para distinguir células viables de no viables se utiliza PMA (monoazida de propidio) en combinación con qPCR. El PMA penetra en las células con membranas dañadas y se une al ADN, impidiendo su amplificación (Al-Daoud et al., 2016; Tso et al., 2021).

FISH y otros métodos in situ

FISH (hibridación in situ fluorescente). Como señala Abraham et al. (2019), la FISH permite identificar protistas en muestras complejas con ayuda de sondas marcadas con fluorescencia. Este método permite identificar simultáneamente el taxón y estudiar su morfología (Fried et al., 2002; Zhan et al., 2014).

Especies crípticas

Uno de los principales problemas de la identificación de protistas es la presencia de especies crípticas: formas morfológicamente indistinguibles, pero genética y ecológicamente distintas. Como señala Geisen et al. (2018), los métodos moleculares revelan una enorme cantidad de especies crípticas entre los protistas.

Por ejemplo, como señala Lentendu et al. (2022), la diversidad de genotipos de ADNr 18S dentro de morfoespecies de cercomónadas puede ser muy alta. Muchos genotipos tienen distribución cosmopolita, pero algunos están ecológica o geográficamente restringidos (Bass et al., 2007; Lentendu et al., 2022).

Polimorfismo y ciclos vitales

Muchos protistas tienen ciclos vitales complejos con varias etapas morfológicamente distintas. Como señala Geisen et al. (2018), esto dificulta la identificación, ya que distintas etapas de una misma especie pueden describirse como especies diferentes.

Por ejemplo, en los mixomicetos las etapas plasmodial y esporógena son morfológicamente completamente distintas (Ruppert et al., 2008). En los apicomplejos, distintas etapas del ciclo vital también son morfológicamente distintas (Hickman et al., 2004).

Incompletitud de las bases de datos de referencia

Como señala Lentendu et al. (2022), muchas secuencias obtenidas del ambiente no tienen coincidencias cercanas en las bases de datos de referencia. Esto dificulta la identificación taxonómica y hace que una parte significativa de las secuencias quede sin clasificar (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022).

Sesgo de amplificación (primer bias)

Distintos cebadores amplifican de manera diferente distintos grupos de protistas. Como señala Lentendu et al. (2022), los cebadores universales pueden no amplificar algunos grupos, lo que conduce a una subestimación de su diversidad. Por el contrario, algunos grupos pueden amplificarse preferentemente, lo que conduce a una sobreestimación de su abundancia (Lentendu et al., 2022; Geisen et al., 2018).

Intrones y variabilidad de longitud

El gen 18S ARNr puede contener intrones que alteran la amplificación y el análisis de secuencias. Como señala Lentendu et al. (2022), en algunas amebas testadas (por ejemplo, Difflugia bacillarium) hay un intrón de 427 pb en la región V9, y en las glissomónadas, un intrón de unos 600 pb (Gomaa et al., 2012; Ekelund et al., 2004).

Limitaciones cuantitativas

El metabarcoding ofrece estimaciones relativas, no absolutas, de la abundancia. Como señala Lentendu et al. (2022), el número de lecturas no siempre es proporcional al número de células debido a diferencias en el número de copias del gen de ARNr, la eficiencia de la amplificación y otros factores.

Necesidad de combinar métodos

Como señala Abraham et al. (2019), para una identificación fiable de los protistas es necesario un enfoque integrador que combine datos morfológicos y moleculares. Esto es especialmente importante para detectar especies crípticas y comprender las relaciones evolutivas (Geisen et al., 2018; Adl et al., 2012).

Recomendaciones para la identificación

Para una identificación eficaz de protistas se recomienda:

1. Utilizar métodos morfológicos (microscopía óptica y electrónica, tinción) para una caracterización primaria.

2. Aplicar métodos moleculares (PCR, metabarcoding) para una identificación taxonómica precisa.

3. Utilizar métodos cuantitativos (MPN, qPCR, ddPCR) para evaluar la densidad.

4. Combinar datos morfológicos, genéticos y ecológicos para una caracterización integral (Abraham et al., 2019; Geisen et al., 2018).

Los protistas son un grupo polifilético de eucariotas

Como hemos establecido, los protistas no forman un grupo monofilético. Son una conjunto polifilético de organismos eucariotas que no pertenecen a animales, plantas ni hongos (Adl et al., 2012; Ruppert et al., 2008). La filogenia moderna de los eucariotas distingue varios supergrupos que incluyen protistas: Amoebozoa, Excavata, SAR (Stramenopiles, Alveolata, Rhizaria), Archaeplastida y otros (Adl et al., 2012; Geisen et al., 2018).

El término «protistas» conserva su valor como designación conveniente para organismos que tradicionalmente se estudian en protozoología y algología, pero no refleja su parentesco evolutivo (Ruppert et al., 2008; Hickman et al., 2004).

Enorme diversidad taxonómica y funcional

Nos hemos convencido de que los protistas del suelo están representados por grupos diversos: amebas (desnudas y testadas), mixomicetos, flagelados (heterótrofos y fotótrofos), ciliados (depredadores, bacteriófagos, detritívoros), cercozoos (amebas testadas, heliozoos), apicomplejos y protistas fotosintéticos (diatomeas, algas verdes, cianobacterias) (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Los métodos moleculares (metabarcoding de 18S ARNr) revelan una enorme cantidad de linajes de protistas antes desconocidos, lo que indica una subestimación significativa de su diversidad (Lentendu et al., 2022; Geisen et al., 2018).

Papel clave en el microbioma del suelo

Hemos mostrado que los protistas desempeñan un papel central en el funcionamiento del microbioma del suelo. Participan en el bucle bacteriano, controlando la densidad de bacterias y liberando nutrientes en forma disponible para las plantas (Clarholm, 1985; Bonkowski et al., 2012). Los protistas estimulan el crecimiento vegetal tanto directa (a través de la liberación de fitohormonas) como indirectamente (a través de la mejora de la nutrición y la estructura del suelo) (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Los protistas son capaces de suprimir fitopatógenos tanto directamente (consumiéndolos) como indirectamente (estimulando la actividad de bacterias antagonistas), lo que los convierte en agentes prometedores de biocontrol (Fujino et al., 2025). También pueden utilizarse como indicadores de la salud del suelo gracias a su sensibilidad a los cambios de condiciones y a su corto tiempo de generación (Geisen et al., 2018).

Protistas parásitos de plantas

Hemos examinado los protistas parásitos de plantas. Plasmodiophora brassicae, agente causal de la hernia de la col, pertenece a los fitomixéos (Rhizaria, Cercozoa) (Webster & Weber, 2007; Adl et al., 2012). Spongospora subterranea, agente causal de la sarna pulverulenta de la patata, también es un fitomixéos (Webster & Weber, 2007). Polymyxa spp. son vectores de virus peligrosos para las plantas, incluido el virus de la rizomanía de la remolacha (BNYVV) (Draycott, 2006).

También hemos discutido las diferencias entre los protistas parásitos y los hongos y oomicetos en cuanto a la estructura de la pared celular, el tipo de nutrición, los ciclos vitales y las características genéticas (Webster & Weber, 2007; Agrios, 2005; Alexopoulos, 1996).

Otros grupos ecológicos de protistas

Hemos examinado otros grupos ecológicos de protistas en los agroecosistemas: fotótrofos (algas del suelo, cianobacterias), saprótrofos (oomicetos, algunos flagelados), simbióticos (líquenes, mixótrofos), parásitos de animales (coccidios, piroplasmas) y parásitos del ser humano (Giardia, Entamoeba, Toxoplasma, Cryptosporidium, Acanthamoeba) (Geisen et al., 2018; Hickman et al., 2004; Ruppert et al., 2008; Weil, 2017).

También hemos discutido el papel de las amebas de vida libre como reservorios de bacterias patógenas: el fenómeno del «caballo de Troya» del mundo microbiano (Bonkowski et al., 2012; Geisen et al., 2018).

Importancia práctica para la agronomía

Hemos mostrado que los conocimientos sobre los protistas tienen una importancia práctica directa para la agronomía. Los métodos moleculares (PCR, qPCR, ddPCR) permiten diagnosticar las enfermedades protísticas en etapas tempranas y con alta precisión (Tso et al., 2021). Los protistas pueden utilizarse como indicadores del estado del suelo (Geisen et al., 2018; Bonkowski et al., 2012). Los protistas depredadores son prometedores como agentes de biocontrol de fitopatógenos (Fujino et al., 2025). Las agrotecnologías (laboreo, fertilizantes, pesticidas, rotación de cultivos) ejercen una influencia significativa sobre las comunidades de protistas (Geisen et al., 2018; Weil, 2017). Los protistas son prometedores para la biorremediación de suelos contaminados (Geisen et al., 2018).

Métodos de identificación de protistas

Hemos examinado los métodos de identificación de protistas: morfológicos (microscopía óptica y electrónica, métodos especiales de tinción), de cultivo (aislamiento, clonación, MPN), moleculares (PCR, metabarcoding de 18S ARNr, qPCR, ddPCR) (Abraham et al., 2019; Lentendu et al., 2022; Tso et al., 2021). También hemos discutido los problemas de identificación: especies crípticas, polimorfismo, incompletitud de las bases de datos, sesgo de amplificación, intrones y limitaciones cuantitativas (Geisen et al., 2018; Lentendu et al., 2022).

Descripción de la diversidad taxonómica

Una de las principales tareas sigue siendo la descripción de la diversidad taxonómica de los protistas. Como señala Geisen et al. (2018), la mayoría de las especies de protistas aún no se han descrito, y su potencial bioindicador es desconocido. Se necesitan investigaciones a gran escala para inventariar los protistas en distintos tipos de suelos y agroecosistemas.

Estudio del papel funcional

La segunda tarea importante es el estudio del papel funcional de los protistas en los procesos edáficos. Como señala Geisen et al. (2018), todavía entendemos mal qué funciones concretas desempeñan los distintos grupos de protistas y cómo interactúan con otros componentes de la biota edáfica.

Desarrollo de métodos de biocontrol

Una dirección prometedora es el desarrollo de métodos de biocontrol de fitopatógenos con ayuda de protistas depredadores. Como señalan Fujino et al. (2025), se necesitan investigaciones adicionales para el cribado de protistas eficaces contra patógenos concretos, el desarrollo de métodos de cultivo masivo y la realización de ensayos de campo.

Uso de protistas como bioindicadores

Otra dirección prometedora es el uso de protistas como bioindicadores del estado del suelo. Como señala Geisen et al. (2018), con el desarrollo de métodos moleculares y la acumulación de datos, los protistas pueden convertirse en una herramienta importante para evaluar la salud del suelo en agroecosistemas.

Biorremediación

Los protistas son prometedores para la biorremediación de suelos contaminados gracias a su capacidad de degradar contaminantes orgánicos y acumular metales pesados. Como señala Geisen et al. (2018), se necesitan investigaciones adicionales para el cribado de protistas eficaces en la degradación de contaminantes concretos y el estudio de la sinergia entre protistas y bacterias en la biorremediación.

Influencia de los cambios climáticos

Una tarea actual es el estudio de la influencia de los cambios climáticos sobre las comunidades de protistas. Como señala Geisen et al. (2018), el aumento de la temperatura, el cambio del régimen de precipitaciones y otros factores climáticos pueden influir sustancialmente en la composición y el funcionamiento de las comunidades de protistas, lo que, a su vez, puede repercutir en la productividad de los agroecosistemas.

Integración de la protistología en la práctica agrícola

Por último, una tarea importante es la integración de los conocimientos sobre los protistas en la práctica agrícola. Como señala Geisen et al. (2018), es necesario desarrollar recomendaciones prácticas para los agrónomos sobre la gestión de las comunidades de protistas para aumentar la productividad y la sostenibilidad de los agroecosistemas.